ARN nuclear pequeno

Na Galipedia, a Wikipedia en galego.

O ácido ribonucleico nuclear pequeno (snRNA, en inglés), tamén denominado U-RNA, é un tipo de moléculas de ARN pequeno que se encontra nas "manchas de empalme" ou splicing speckles e nos corpos de Cajal do núcleo das células eucarióticas. A lonxitude media que teñen estes ARNs é de aproximadamente 150 nucleótidos. Son transcritos pola ARN polimerase II ou pola RNA polimerase III, e a súa principal misión é o procesamento do pre-ARNm (ARNhn) no núcleo. Tamén axudan á regulación de factores de transcrición (caso do ARN 7SK) ou da ARN polimerase II (ARN B2), e no mantemento dos telómeros.

Os ARNs nucleares pequenos están sempre asociados cun conxunto de proteínas específicas, e os complexos que forman denomínanse ribonucleoproteínas nucleares pequenas (snRNP na abreviación inglesa, a miúdo pronunciadas "snurps"). Cada partícula de ribonucleoproteína nuclear pequena está composta de varias proteínas Sm, xunto co compoñente de ARN nuclear pequeno e proteínas específicas das ribonucleoproteínas nucleares pequenas. Os compoñentes de ARN nuclear pequeno máis comúns nestes complexos son: snRNA U1, snRNA U2, snRNA U4, snRNA U5, e snRNA U6. A súa nomenclatura deriva do seu alto contido en uridina.

Os ARN nucleares pequenos foron descubertos accidentalmente durante un experimento de electroforese en xel en 1966.[1] No xel apareceu un inesperado tipo de ARN, que foi despois investigado. Posterioremente, as análises mostraron que estes ARN tiñan un alto contido en uridilato e estaban localizados no núcleo.

Un grande grupo de ARNs nucleares pequenos son os coñecidos como ARNs nucleolares pequenos (snoRNAs), os cales son pequenas moléculas de ARN que xogan un papel esencial na bioxénese do ARN e guían modificacións químicas nos ARNs ribosómicos (ARNrs) e outros xenes de ARN (os dos ARNts e ARNs nucleares pequenos). Están localizados no nucléolo e nos corpos de Cajal das células eucarióticas (onde se realiza grande parte da síntese de ARN da célula), onde reciben o nome de ARN específico do corpo de Cajal pequeno (scaRNA).

Outro exemplo é o snRNA 7SK (ás veces chamado RN7SK), cuxa función se descubriu recentemente, e está relacionada coa regulación da transcrición.[2][3] O ARN 7SK únese ao complexo CDK9/ciclina T (coñecido como factor de elongación P-TEFb). O P-TEFb activa a transcrición fosforilando o dominio C-terminal da ARN polimerase II. Este proceso está regulado negativamente pola ribonucleoproteína 7SK da que este ARN forma parte.[4][5]

Outro exemplo é o snRNA B2, que se une directamente á ARN polimerase II con grande afinidade e inhibe a transcrición en células de rato sometidas a un choque térmico [6].

Clases de ARN nuclear pequeno[editar | editar a fonte]

Os ARNs nucleares pequenos adoitan dividirse en dúas clases baseándose nas características da secuencia común e nos factores proteicos asociados como as proteínas que se unen ao ARN LSm.[7]

A primeira clase denomínase ARN de clase Sm, e é a máis estudada. Consta dos ARNs U1, U2, U4, U4atac, U5, U7, U11, e U12. Son transcritos pola ARN polimerase II. Os pre-snRNA ao seren transcritos reciben a habitual carapucha 5' de 7-metilguanosina no núcleo. Despois son exportados ao citoplasma a través dos poros nucleares onde son procesados sufrindo un recorte 3' para formar unha estrutura talo-bucle 3’, e unha hipermetilación da carapucha 5’ para formar trimetilguanosina.[8] A estrutura do talo 3' cómpre para o recoñecemento pola proteína supervivencia de motoneuronas (SMN).[9] Este complexo ensambla o snRNA en ribonucleoproteínas estables (RNPs). A carapucha 5' modificada é despois requirida para importar as ribonucleoproteínas nucleares pequenas de novo ao núcleo. Todos estes ARN nucleares pequenos ricos en uridina, coa excepción do U7, forman a parte central do espliceosoma. A principal modificación postranscricional é o splicing (eliminación de intróns), e ten lugar só no núcleo eucariótico. O snRNA U7 funciona no procesamento do pre-ARNm de histonas.

A segunda clase é a dos ARN de clase Lsm, que consta de U6 e U6atac. Os ARN nucleares pequenos da clase Lsm son transcritos pola ARN polimerase III e nunca abandonan o núcleo, a diferenza dos da clase Sm. Os da clase Lsm conteñen unha carapucha especial 5'-γ-monometilfosfato[10], unha estrutura talo-bucle 3', e rematan nun tramo de uridinas que forma o sitio de unión para un anel heteroheptamérico que teñen as proteínas Lsm.[11]

ARNs nucleares pequenos no espliceosoma[editar | editar a fonte]

Comparación entre os mecanismos de splicing maior e menor.

Os espliceosomas son o principal compoñente que intervén na maduración do ARNm. Ás veces, un só erro nun nucleótido nun transcrito pode ter efectos devastadores na célula, polo que é necesaria a existencia dun método fiable de procesamento do ARN para asegurar a supervivencia da célula. O espliceosoma é un grande complexo de ARN e proteínas que consta de cinco ARNs nucleares pequenos (U1, U2, U4, U5, e U6) e unhas 150 proteínas. Estes ARNs e proteínas están asociados formando ribonucleoproteínas (snRNPs), que se unen a secuencias específicas dos pre-ARNms.[12] Este complicado proceso produce dúas reaccións secuenciais de transesterificación. Estas reaccións producirán un intrón libre (lariat), cortado da molécula, e ligan os dous exóns adxacentes (que estaban separados polo intrón) par formar o ARNm maduro. Hai dúas clases distintas de espliceosomas. A clase principal, que é con diferenza a máis abondosa nas células eucarióticas, empalma principalmente intróns de tipo U2. O paso inicial do splicing é a unión do snRNP U1 e as súas proteínas asociadas ao extremo de empalme 5' ao ARNhn. Isto crea un complexo de compromiso (commitment complex) que obriga ao ARNhn a seguir a vía do splicing.[13] Despois, recrútase no sítio de unión do espliceosoma a snRNP U2 e fórmase o complexo A.[14] A snRNP U2 cambia a conformación do complexo ARNhn-snRNP, o que expón o nucleótido favorablemente para o splicing. Despois do cambio de conformación, o complexo tri-snRNP U4/U5/U6 únese ao complexo A para formar a estrutura chamada complexo B. Despois do rearranxo, queda formado o complexo C, e o espliceosoma é activo para a catálise.[15]

Ademais deste complexo do espliceosoma maior, existe outro moito menos común (~1%) chamado espliceosoma menor. Este complexo comprende as snRNPs U11, U12, U4atac, U6atac e U5. Estas snRNPs son análogos funcionais das snRNPs utilizadas no espliceosoma maior. O espliceosoma menor emplalma os intróns de tipo U-12. Os dous tipos de intróns diferéncianse principalmente nos seus sitios de empalme: os intróns de tipo U2 teñen sitios de empalme GT-AG 5’ e 3’, mentres que os intróns de tipo U12 teñen AT-AC nos seus extremos 5’ e 3’. O espliceosoma menor leva a cabo a súa función por medio dunha vía diferente á do espliceosoma maior.

O snRNP U1[editar | editar a fonte]

Estrutura secundaria predita e conservación de secuencia do snRNA U1.

A snRNP U1 é o iniciador da actividade do espliceosoma na célula ao unirse por apareamento de bases co ARNhn. No espliceosoma maior, os datos experimentais indican que a snRNP U1 está presente con igual estequiometría que as snRNP U2, U4, U5, e U6. Porén, a abundancia das snRNP U1 nas células humanas é moito maior que a doutras snRNPs.[16] Por medio de knockdown de xenes do snRNA U1 en células HeLa, atopouse que o snRNA U1 é moi importante para o funcionamento da célula. Cando os xenes de snRNA U1 son sometidos a knockout, as micromatrices xenómicas mostran un incremento da acumulación de pre-ARNm que non foi sometido a splicing.[17] Ademais, o knockout causa a clivaxe prematura e a poliadenilación principalmente en intróns localizados preto do inicio do transcrito. Cando foron sometidos a knockout outros snRNAs baseados na uridina, non se observou este efecto. Así,o apareamento de bases snRNA U1–pre-ARNm protexe ao pre-ARNm da poliadenilación e da clivaxe prematura. Esta protección especial pode explicar a sobreabundancia de snRNA U1 na célula.

As snRNPs e doenzas humanas[editar | editar a fonte]

Por medio do estudo das ribonucleoproteínas nucleares pequenas (snRNPs) e das ribonucleoproteínas nucleolares pequenas (snoRNPs) conseguiuse comprender mellor os mecanismos de varias doenzas importantes.

Atrofia muscular medular - As mutacións no xene da proteína SMN1 orixina a dexeneración das motoneuronas medulares e unha grave debilidade muscular. A proteína SMN ensambla as snRNPs de clase Sm, e probablemente tamén as snoRNPs e outras RNPs.[18] A atrofia muscular medular afecta a 1 de cada 6.000 persoas, e é a segunda causa que orixina a doenza neuromuscular, despois da distrofia muscular de Duchenne.[19]

Disqueratose conxénita – As mutacións nas snRNPs ensambladas son unha causa da disqueratose conxénita, unha rara síndrome que se presenta con cambios anormais na pel, uñas e membranas mucosas. Algúns efectos finais desta doenza son a insuficiencia da medula ósea e o cancro. Esta síndrome orixínase por mutacións en moitos xenes, incluíndo o da disquerina, e telomerases.[20]

Síndrome de Prader–Willi - Esta síndrome afecta a 1 de cada 12.000 persoas e preséntase con fame extrema, problemas cognitivos e de comportamento, ton muscular feble e curta estatura.[21] A síndrome foi ligada á deleción dunha rexión do cromosoma 15 paterno que non está expresada no cromosoma materno. Esta rexión inclúe un snRNA específico do cerebro que ten como diana o ARNm do receptor 2C da serotonina.

Notas[editar | editar a fonte]

  1. Hadjiolov, A.A.; Venkov, P.V.; Tsanev, R.G. (November 1966). "Ribonucleic acids fractionation by density-gradient centrifugation and by agar gel electrophoresis: A comparison". Analytical Biochemistry 17 (2): 263–267. DOI:10.1016/0003-2697(66)90204-1. http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/0003269766902041. Consultado o 12 December 2014.
  2. Blencowe, BJ (2002). "Transcription: surprising role for an elusive small nuclear RNA". Curr Biol 12 (4): R147–149. DOI:10.1016/S0960-9822(02)00711-X. PMID 11864590.
  3. "Entrez Gene: RN7SK RNA, 7SK, nuclear". http://www.ncbi.nlm.nih.gov/sites/entrez?Db=gene&Cmd=ShowDetailView&TermToSearch=125050.
  4. Nguyen VT, Kiss T, Michels AA, Bensaude O (2001). "7SK small nuclear RNA binds to and inhibits the activity of CDK9/cyclin T complexes.". Nature 414 (6861): 322–5. DOI:10.1038/35104581. PMID 11713533.
  5. Yang Z, Zhu Q, Luo K, Zhou Q (2001). "The 7SK small nuclear RNA inhibits the CDK9/cyclin T1 kinase to control transcription.". Nature 414 (6861): 317–22. DOI:10.1038/35104575. PMID 11713532.
  6. Espinoza C. et al. (2004). "B2 RNA binds directly to RNA polymerase II to repress transcript synthesis". Nature publishing group.[[1]]
  7. Matera, A. Gregory; Terns, Rebecca M.; Terns, Michael P. (March 2007). "Non-coding RNAs: lessons from the small nuclear and small nucleolar RNAs". Nature Reviews Molecular Cell Biology 8 (3): 209–220. DOI:10.1038/nrm2124. http://www.nature.com/nrm/journal/v8/n3/full/nrm2124.html. Consultado o 12 December 2014.
  8. Hamm, Jörg; Darzynkiewicz, Edward; Tahara, Stanley M.; Mattaj, Iain W. (August 1990). "The trimethylguanosine cap structure of U1 snRNA is a component of a bipartite nuclear targeting signal". Cell 62 (3): 569–577. DOI:10.1016/0092-8674(90)90021-6. http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/0092867490900216#. Consultado o 12 December 2014.
  9. Sattler, Michael; Selenko, Philipp; Sprangers, Remco; Stier, Gunter; Bühler, Dirk; Fischer, Utz (1 January 2001). "SMN Tudor domain structure and its interaction with the Sm proteins". Nature Structural Biology 8 (1): 27–31. DOI:10.1038/83014. http://www.nature.com/nsmb/journal/v8/n1/full/nsb0101_27.html. Consultado o 12 December 2014.
  10. Singh, R; Reddy, R (November 1989). "Gamma-monomethyl phosphate: a cap structure in spliceosomal U6 small nuclear RNA.". Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 86 (21): 8280-3. PMID 2813391. http://www.pnas.org/content/86/21/8280.abstract. Consultado o 12 December 2014.
  11. Kiss, Tamás (1 December 2004). "Biogenesis of small nuclear RNPs". Journal of Cell Science 117 (25): 5949–5951. DOI:10.1242/jcs.01487. http://jcs.biologists.org/content/117/25/5949. Consultado o 12 December 2014.
  12. Guo, Zhuojun; Karunatilaka, Krishanthi S; Rueda, David (1 November 2009). "Single-molecule analysis of protein-free U2–U6 snRNAs". Nature Structural & Molecular Biology 16 (11): 1154–1159. DOI:10.1038/nsmb.1672. http://www.nature.com/nsmb/journal/v16/n11/full/nsmb.1672.html. Consultado o 12 December 2014.
  13. Legrain, P; Seraphin, B; Rosbash, M (September 1988). "Early Commitment of Yeast Pre-mRNA to the Spliceosome Pathway". Molecular and Cellular Biology 8 (9): 3755-3760. DOI:10.1128/MCB.8.9.3755. http://mcb.asm.org/content/8/9/3755.long. Consultado o 12 December 2014.
  14. Newby, Meredith I.; Greenbaum, Nancy L. (11 November 2002). "Sculpting of the spliceosomal branch site recognition motif by a conserved pseudouridine". Nature Structural Biology 9 (12): 958–965. DOI:10.1038/nsb873. http://www.nature.com/nsmb/journal/v9/n12/full/nsb873.html. Consultado o 12 December 2014.
  15. Burge, Christopher B; Tuschl, Thomas; Sharp, Phillip A (1999). "Splicing of Precursors to mRNAs by the Spliceosomes". CSH Monographs Volume 37 (1999): The RNA World, 2nd Ed.: The Nature of Modern RNA Suggests a Prebiotic RNA World: 525-560. DOI:10.1101/087969589.37.525. https://cshmonographs.org/index.php/monographs/issue/view/087969589.37. Consultado o 12 December 2014.
  16. Baserga, Susan J; Steitz, Joan A (1993). "The Diverse World of Small Ribonucleoproteins". CSH Monographs Volume 24 (1993): The RNA World: 359-381. DOI:10.1101/087969380.24.359. https://cshmonographs.org/index.php/monographs/issue/view/087969380.24. Consultado o 12 December 2014.
  17. Kaida, Daisuke; Berg, Michael G.; Younis, Ihab; Kasim, Mumtaz; Singh, Larry N.; Wan, Lili; Dreyfuss, Gideon (29 September 2010). "U1 snRNP protects pre-mRNAs from premature cleavage and polyadenylation". Nature 468 (7324): 664–668. DOI:10.1038/nature09479. http://www.nature.com/nature/journal/v468/n7324/full/nature09479.html. Consultado o 12 December 2014.
  18. Matera, A Gregory; Shpargel, Karl B (June 2006). "Pumping RNA: nuclear bodybuilding along the RNP pipeline". Current Opinion in Cell Biology 18 (3): 317–324. DOI:10.1016/j.ceb.2006.03.005. http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0955067406000482. Consultado o 12 December 2014.
  19. Sarnat HB. Spinal muscular atrophies. In: Kliegman RM, Behrman RE, Jenson HB, Stanton BF. Nelson Textbook of Pediatrics. 19th ed. Philadelphia, Pa: Elsevier; 2011:chap 604.2.
  20. Wattendorf, D. J. & Muenke, M. Prader–Willi syndrome. Am. Fam. Physician 72, 827–830 (2005). [2]
  21. Cooke DW, Divall SA, Radovick S. Normal and aberrant growth. In: Melmed S, ed. Williams Textbook of Endocrinology. 12th ed. Philadelphia, Pa: Saunders Elsevier; 2011:chap 24.

Véxase tamén[editar | editar a fonte]

Outros artigos[editar | editar a fonte]

Ligazóns externas[editar | editar a fonte]