Poliadenilación

Na Galipedia, a Wikipedia en galego.
Estrutura dun ARNm eucariótico maduro típico. No extremo 3' está a cola poli(A).

A poliadenilación é a adición dunha cola poli(A) (formada por moitas moléculas de adenosina monofosfato) a unha molécula de ARNm. A cola de poli(A) consiste, pois, nun tramo de ARN formado exclusivamente por AMPs unidas en cadea, que se engade nun dos extremos da molécula de ARN, o extremo 3'. Nos eucariotas a poliadenilación é parte do proceso que produce os ARN mensaxeiros maduros destinados á tradución nos ribosomas para formar proteínas. É unha parte do proceso de expresión xenética.

O proceso de poliadenilación empeza cando finaliza a transcrición dun xene. O segmento situado máis ao extremo 3' do ARN acabado de sintetizar é primeiro cortado por un conxunto de proteínas; despois estas proteínas sintetizan a cola poli(A) en dito extremo 3'. Nalgúns xenes, estas proteínas poden engadir unha cola poli(A) en calquera dunha serie de sitios posibles. Por tanto, a poliadenilación pode producir máis dun transcrito para un só xene (poliadenilación alternativa), o que é similar ao splicing alternativo.[1]

A cola poli(A) é importante para a exportación nuclear, tradución, e estabilidade do ARNm. A cola vaise acortando co tempo, e, cando xa é demasiado curta, o ARNm é degradado encimaticamente.[2] Porén, nuns poucos tipos celulares, os ARNm con colas poli(A) curtas almacénanse para unha posterior activación por repoliadenilación no citosol.[3] Polo contrario, cando a poliadenilación ocorre en bacterias, o que fai é promover a degradación do ARN.[4] Isto tamén ocorre algunhas veces nos ARN non codificantes eucarióticos.[5]

Poliadenilación nuclear[editar | editar a fonte]

Función[editar | editar a fonte]

Na poliadenilación nuclear, engádese unha cola poli(A) a un ARN ao finalizar a transcrición. A cola poli(A) protexe a molécula de ARNm da degradación encimática no citoplasma e axuda á terminación da transcrición, exportación do ARNm desde o núcleo, e a tradución.[2] Case todos os ARNm eucarióticos se poliadenilan,[6] coa excepción dos ARNm de histonas dependentes da replicación animais.[7] Estes son os únicos ARNm eucarióticos que carecen de cola poli(A), e no seu lugar acaban nunha estrutura en talo-bucle seguida dunha secuencia rica en purinas, denominada elemento corrente abaixo de histona, que dirixe onde se cortará o ARN para que se forme o extremo 3' do ARNm de histonas.[8]

Moitos ARN non codificantes eucarióticos son sempre poliadenilados ao final da transcrición. Hai pequenos ARN nos que a cola poli(A) só se ve en formas intermediarias e non nos ARNs maduros, xa que os extremos son eliminados durante o procesamento, e os máis notables deles son os microARNs.[9][10] Pero, en moitos ARN non codificantes longos  (un grupo aparentemente grande de ARNs regulatorios que, por exemplo, inclúe o ARN Xist, que media a inactivación do cromosoma X ) a cola poli(A) é parte do ARN maduro.[11]

Mecanismo[editar | editar a fonte]

Proteínas implicadas:[6]

CPSF: factor de especificidade de clivaxe/poliadenilación
CstF: factor de estimulación de clivaxe
PAP: poliadenilato polimerase
PAB2: proteína que se une ao poliadenilato 2
CFI: factor de clivaxe I
CFII: factor de clivaxe II

A maquinaria de poliadenilación no núcleo de eucariotas actúa sobre os produtos orixinados pola ARN polimerase II, como son os ARNm precursores. Aquí, un complexo multiproteico (cuxos compoñentes poden verse na táboa da dereita) clivan a parte final do extremo 3' do ARN que se acaba de formar, e poliadenila o extremo que se orixina por esta clivaxe. A clivaxe está catalizada polo encima CPSF[7] e ten lugar 10–30 nucleótidos "corrente abaixo" do seu sitio de unión.[12] Este sitio é xeralmente a secuencia AAUAAA do ARN, pero hai variantes del aos que tamén se une máis debilmente o CPSF.[13] Outras dúas proteínas que engaden especificidade á unión a un ARN son CstF e CFI. O CstF únese a unha rexión rica en GU situada máis "corrente abaixo" do sitio do CPSF.[14] O CFI recoñece un terceiro sitio no ARN (un conxunto de secuencias UGUAA en mamíferos[15][16][17]) e pode recrutar o CPSF mesmo se se perde a secuencia AAUAAA.[18][19] O sinal de poliadenilación (a secuencia motivo recoñecida polo complexo de clivaxe do ARN) varía entre grupos de eucariotas. A maioría dos sitios de poliadenilación humanos conteñen a secuencia AAUAAA,[14] pero esta secuencia é menos común en plantas e fungos.[20]

O ARN clívase inmediatamente despois da súa transcrición, xa que o CstF tamén se une á ARN polimerase II.[21] A clivaxe tamén implica á proteína CFII, aínda que non se sabe como.[22] O sitio de clivaxe asociado co sinal de poliadenilación pode variar ata nuns 50 nucleótidos.[23]

Cando o ARN está clivado, comeza a poliadenilación, catalizada pola poliadenilato polimerase. A poliadenilato polimerase fabrica a cola poli(A) engadindo ao ARNm unidades de adenosina monofosfato a partir de moléculas de adenosina trifosfato das que se libera un pirofosfato.[24] Outra proteína, a PAB2, únese á nova cola poli(A) curta e incrementa a afinidade da poliadenilato polimerase polo ARN. Cando a cola poli(A) é de aproximadamente dunha loxitude de 250 nucleótidos o encima xa non pode unirse ao CPSF e a poliadenilación detense, determinando así a lonxitude da cola poli(A).[25][26] O CPSF está en contacto coa ARN polimerase II, o que lle permite sinalar á polimerase para rematar a transcrición.[27][28] Cando a ARN polimerase II chega a unha "secuencia de terminación" (TTATT no molde de ADN e AAUAAA no transcrito primario), quede sinalado o final da transcrición.[29] A maquinaria de poliadenilación está tamén ligada fisicamente ao espliceosoma, un complexo que elimina os intróns dos ARNs.[19]

Efectos "corrente abaixo"[editar | editar a fonte]

A cola poli(A) actúa como sitio de unión para a proteína de unión á poli(A). A proteína de unión á poli(A) promove a exportación desde o núcleo celular e a tradución, e inhibe a degradación.[30] Esta proteína únese á cola poli(A) antes da exportación do ARNm desde o núcleo e nos lévedos tamén recruta a poli(A) nuclease, un encima que acorta a cola poli(A) e permite a exportación do ARNm. A proteína de unión á poli(A) é exportada ao citoplasma co ARN. Os ARNm que non se exportan son degradados polo complexo exosoma.[31][32] A proteína de unión ao poli(A) tamén pode unirse (e recrutar) a varias proteínas que afectan á tradución,[31] unha delas é o factor de iniciación-4G, que á súa vez recruta a subunidade ribosómica do 40S.[33] Porén, a cola poli(A) non se require para a tradución de todos os ARNm.[34]

Desadenilación[editar | editar a fonte]

Nas células eucarióticas somáticas a cola poli(A) da maioría dos ARNm do citoplasma vaise acortando gradualmente, e os ARNm con colas poli(A) máis curtas son traducidos menos e degradados antes.[35] Porén, poden pasar moitas horas antes de que se degrade o ARNm.[36] Este proceso de desadenilación e degradación pode ser acelerado por microARNs complementarios da rexión non traducida 3' (3'UTR) dun ARNm.[37] Nas células ovo inmaduras, os ARNm con colas poli(A) acortadas non son degradados, senón que son almacenados sen que sexan traducidos. Serán despois activados por poliadenilación citoplasmática despois da fertilización, durante a activación do ovo.[38]

En animais, a poli(A) ribonuclease (PARN) pode unirse ao extremo 5' cap e eliminar nucleótidos da cola poli(A). O nivel de acceso ao 5' cap e á cola poli(A) é importante no control da rapidez en que se degrada o ARNm. A PARN desadenila menos se o ARN se uniu aos factores de iniciación 4E (no 5' cap) e 4G (na cola poli(A)), o cal explica por que a tradución reduce a desadenilación. O grao de desadenilación pode tamén regularse por proteínas que se unen ao ARN. Unha vez que se elimina a cola poli(A), o complexo que elimina o cap corta este, o que levará á degradación do ARN. Nos lévedos ideníficáronse outros encimas que parecen estar implicados na desadenilación.[39]

Poliadenilación alternativa[editar | editar a fonte]

Resultados de usar diferentes sitios de poliadenilación no mesmo xene.

Moitos xenes que codifican proteínas teñen máis dun sitio de poliadenilación, de modo que un xene pode codificar varios ARNm distintos que difiren nos seus extremos 3'.[20][40][41] Como a poliadenilación alternativa cambia a lonxitude das rexións non traducidas 3', pode cambiar os sitios de unión para os microARNs que contén a rexión non traducida 3'.[12][42] Os microARNs tenden a reprimir a tradución e promover a degradación dos ARNm aos que se unen, aínda que hai exemplos de microARNs que estabilizan os transcritos.[43][44] A poliadenilación alternativa pode tamén acortar a rexión codificante, facendo así que o ARNm codifique para unha proteína diferente,[45][46] pero isto é moito menos común que simplemente acortar a rexión non traducida 3'.[20]

A elección do sitio da poli(A) pode estar influenciada por estímulos extracelulares e depende da expresión das proteínas que toman parte na poliadenilación.[47][48] Por exemplo, a expresión de CstF-64, unha subunidade do factor estimulatorio da clivaxe (CstF), increméntase nos macrófagos en resposta aos lipopolisacáridos (un grupo de compostos bacterianos que desencadea respostas inmunitarias). Isto dá lugar á selección dos sitios poli(A) débiles e, por tanto, de transcritos máis curtos. Isto elimina os elementos regulatorios nas rexións non traducidas 3' dos ARNm para produtos relacionados coa defensa do organismo como o encima lisocima e o TNF-α. Estes ARNm despois teñen unha vida media máis longa e producen maior cantidade desas proteínas.[47] Outras proteínas de unión ao ARN diferentes ás da maquinaria de poliadenilación poden tamén afectar a se un sitio de poliadenilación vai ser usado ou non,[49][50][51][52]xa que poden metilar o ADN preto do sinal de poliadenilación.[53]

Poliadenilación citoplasmática[editar | editar a fonte]

Prodúcese poliadenilación no citosol dalgúns tipos de células animais, principalmente da liña xerminal, durante as primeiras fases da embrioxénese e nos sitios post-sinápticos das neuronas. Esta poliadenilación alonga as colas poli(A) dos ARNm que teñen unha cola poli(A) curta, para que o ARNm poida ser traducido a proteínas.[35][54] Estas colas poli(A) acortadas dos ARNm teñen xeralmente menos de 20 nucleótidos, e sofren un alongamento ata os 80–150 nucleótidos.[3]

Nas fases iniciais do embrión de rato a poliadenilación citoplasmática de ARNs maternos procedentes da célula ovo permite á célula sobrevivir e crecer aínda que a transcrición non empece ata a metade do estadio de dúas células (de 4 células no caso humano).[55][56] No cerebro a poliadenilación citoplasmática é activa durante a aprendizaxe e podería xogar un papel na potenciación a longo prazo, que é o fortalecemento da transmisión do sinal dunha neurona a outra en resposta aos impulsos nerviosos e é importante para a aprendizaxe e formación da memoria.[3][57]

A poliadenilación citoplasmática require as proteínas de unión ao ARN CPSF e CPEB, e pode implicar a outras proteínas de unión ao ARN como a Pumilio.[58] Dependendo do tipo celular, a polimerse pode ser do mesmo tipo da poliadenilato polimerase (PAP) utilizada no proceso nuclear, ou ben a polimerase citoplasmática GLD-2.[59]

Etiquetado para a degradación en eucariotas[editar | editar a fonte]

Para moitos ARN non codificantes, como o ARN transferente, ARN ribosómico, ARN nuclear pequeno, e ARN nucleolar pequeno, a poliadenilación é un modo de marcar o ARN para a degradación, en organismos como Saccharomyces cerevisiae.[60] Esta poliadenilación faise no núcleo pola acción do complexo TRAMP, que engade unha cola de arredor de 40 nucleótidos ao extremo 3'.[61] O ARN é despois degradado polo complexo exosoma.[62] As colas poli(A) atopártonse tamén en fragmentos de ARNr humanos, tanto na forma homopolimérica (só con A) coma na heteropolimérica (principalmente A).[63]

En procariotas e orgánulos[editar | editar a fonte]

En moitas bacterias, poden poliadenilarse tanto os ARNm coma os ARNs non codificantes. Esta formación de colas poli(A) promove a degradación polo degradosoma, o cal contén dous encimas que degradan o ARN: polinucleótido fosforilase e RNase E. A polinucleótido fosforilase únese ao extremo 3' de ARNs e a extensión 3' proporcionada pola cola poli(A) permítelle unirse aos ARNs cuxa estrutura secundaria bloquearía o extremo 3'. Roldas sucesivas de poliadenilación e degradación do extremo 3' pola polinucleótido fosforilase permiten que o degradosoma venza o atranco destas estruturas secundarias. A cola poli(A) pode tamén recrutar RNases que cortan o ARN en dous.[64] Estas colas poli(A) bacterianas son de aproximadamente 30 nucleótidos de longo.[65]

En grupos tan diferentes coma os animais e os tripanosomas, as mitocondrias conteñen tanto colas poli(A) estabilizadoras coma desestabilizadoras. A poliadenilación desestabilizadora afecta a ARNm e a ARN non codificantes. As colas poli(A) teñen como media un tamaño de 43 nucleótidos. As colas estabilizadoras empezan no codón de finalización, e sen elas o codón de finalización (UAA) non está completo, xa que o xenoma só codifica a parte do U ou UA. As mitocondrias das plantas teñen só poliadenilación desestabilizante, e as mitocondrias de lévedos carecen de poliadenilación.[66]

Aínda que moitas bacterias e as mitocondrias teñen poliadenilato polimerases, tamén teñen outro tipo de poliadenilación, realizada pola propia polinucleótido fosforilase. Este encima atópase en bacterias,[67] mitocondrias,[68] plastidios[69] e como constituínte do complexo exosoma de arqueas (das arqueas que o teñen).[70] Pode sintetizar unha extensión 3' na que a gran maioría das bases son adeninas. Igual que en bacterias, a poliadenilación pola polinucleótido fosforilase promove a degradación do ARN en plastidios[71] e probablemente tamén en arqueas.[66]

Evolución[editar | editar a fonte]

Aínda que a poliadenilación se dá en case todos os organismos, non é universal.[72][73] Porén, a amplia distribución desta modificación entre os seres vivos e o feito de que estea presente en especies dos tres dominios da vida implica que o último antepasado común universal de todos os seres vivos tiña algún tipo de sistema de poliadenilación.[65] Hai uns poucos organismos que non poliadenilan o ARNm, o cal implica que perderon as súas maquinarias de poliadenilación durante a súa evolución. Aínda que non se coñecen exemplos de eucariotas que carezan de poliadenilación, os ARNm da bacteria Mycoplasma gallisepticum e a arquea halotolerante (tolerante ao sal) Haloferax volcanii carecen desta modificación.[74][75]

O encima para a poliadenilación máis antigo é a polinucleótido fosforilase. Este encima forma parte do degradosoma bacteriano e do complexo exosoma arqueano,[76] dous complexos encimáticos moi relacionados que reciclan o ARN en nucleótidos. Este encima degrada o ARN ao atacar os enlaces entre os nucleótidos que están no extremo 3' cun fosfato, escindindo un nucleótido difosfato. Esta reacción é reversible, e deste xeito o encima pode tamén estender o ARN engadindo máis nucleótidos. A cola heteropolimérica que engade a polinucleótido fosforilase é moi rica en adenina. A elección da adenina é moi probablemente o resultado das maiores concentracións que hai na célula de ADP en comparación coa doutros nucleótidos como resultado da utilización no metabolismo do ATP como fonte directa de enerxía, o que fixo que fose esta molécla a que se incorporou con maior probabilidade na cola dos ARN en todas as primeiras formas de vida. Suxeriuse que a implicación das colas ricas en adenina na degradación do ARN levou á posterior evolución das poliadenilato polimerases (os encimas que producen as colas poli(A) só con bases de adenina).[77]

As poliadenilato polimerases non son tan antigas. Evolucionaron separadamente en bacterias e eucariotas a partir do encima que engade CCA, o cal é o encima que completa os extremos 3' dos ARNt. O seu dominio catalítico é homólogo ao doutras polimerases.[62] Pénsase que a transferencia horizontal do encima que engade CCA bacteriano aos eucariotas permitiu que o encima que engade CCA de tipo arqueano mudase a súa función ao dunha poli(A) polimerase.[65] Nalgunhas liñaxes de seres vivos, como as arqueas e as cianobacterias, nunca evolucionou unha poliadenilato polimerase.[77]

Historia[editar | editar a fonte]

A poliadenilación identificouse en 1960 como unha actividade encimática en extractos feitos de núcleos celulares que podían polimerizar ATP, pero non ADP, formando poliadenina.[78][79] Aínda que se identificou en moitos tipos de células, non se coñeceu a función desta actividade ata 1971, cando se encontraron secuencias de poli(A) en ARNm.[80][81] Pensouse ao primeiro que a única función destas secuencias era a protección dos extremos 3' do ARN dos efectos das nucleases, pero máis tarde identificáronse os papeis da poliadenilación na exportación nuclear e tradución. As polimerases responsables da poliadenilación foron purificadas e caracterizadas nas décadas de 1960 e 1970, pero o gran número de proteínas accesorias que controlan este proceso non se descubrirían ata a década de 1990.[80]

Notas[editar | editar a fonte]

  1. Proudfoot, Nick J.; Furger, Andre; Dye, Michael J. (2002). "Integrating mRNA Processing with Transcription". Cell 108 (4): 501–12. doi:10.1016/S0092-8674(02)00617-7. PMID 11909521.
  2. 2,0 2,1 Guhaniyogi, J; Brewer, G (2001). "Regulation of mRNA stability in mammalian cells". Gene 265 (1–2): 11–23. DOI:10.1016/S0378-1119(01)00350-X. PMID 11255003.
  3. 3,0 3,1 3,2 Richter, Joel D. (1999). "Cytoplasmic Polyadenylation in Development and Beyond". Microbiology and Molecular Biology Reviews 63 (2): 446–56. PMC 98972. PMID 10357857. http://mmbr.asm.org/cgi/pmidlookup?view=long&pmid=10357857.
  4. Steege, Deborah A. (2000). "Emerging features of mRNA decay in bacteria". RNA 6 (8): 1079–90. DOI:10.1017/S1355838200001023. PMC 1369983. PMID 10943888. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=1369983.
  5. Anderson, James T. (2005). "RNA Turnover: Unexpected Consequences of Being Tailed". Current Biology 15 (16): R635–8. DOI:10.1016/j.cub.2005.08.002. PMID 16111937.
  6. 6,0 6,1 Hunt, Arthur G; Xu, Ruqiang; Addepalli, Balasubrahmanyam; Rao, Suryadevara; Forbes, Kevin P; Meeks, Lisa R; Xing, Denghui; Mo, Min et al. (2008). "Arabidopsis mRNA polyadenylation machinery: comprehensive analysis of protein-protein interactions and gene expression profiling". BMC Genomics 9: 220. DOI:10.1186/1471-2164-9-220. PMC 2391170. PMID 18479511. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=2391170.
  7. 7,0 7,1 Davila Lopez, M.; Samuelsson, T. (2007). "Early evolution of histone mRNA 3' end processing". RNA 14 (1): 1–10. DOI:10.1261/rna.782308. PMC 2151031. PMID 17998288. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=2151031.
  8. Marzluff, William F.; Gongidi, Preetam; Woods, Keith R.; Jin, Jianping; Maltais, Lois J. (2002). "The Human and Mouse Replication-Dependent Histone Genes". Genomics 80 (5): 487–98. DOI:10.1016/S0888-7543(02)96850-3. PMID 12408966.
  9. Saini, H. K.; Griffiths-Jones, S.; Enright, A. J. (2007). "Genomic analysis of human microRNA transcripts". Proceedings of the National Academy of Sciences 104 (45): 17719–24. DOI:10.1073/pnas.0703890104.
  10. Yoshikawa, M. (2005). "A pathway for the biogenesis of trans-acting siRNAs in Arabidopsis". Genes & Development 19 (18): 2164–75. DOI:10.1101/gad.1352605. PMC 1221887. PMID 16131612. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=1221887.
  11. Amaral, Paulo P.; Mattick, John S. (2008). "Noncoding RNA in development". Mammalian Genome 19 (7–8): 454–92. DOI:10.1007/s00335-008-9136-7. PMID 18839252.
  12. 12,0 12,1 Liu, D.; Brockman, J. M.; Dass, B.; Hutchins, L. N.; Singh, P.; McCarrey, J. R.; MacDonald, C. C.; Graber, J. H. (2006). "Systematic variation in mRNA 3'-processing signals during mouse spermatogenesis". Nucleic Acids Research 35 (1): 234–46. DOI:10.1093/nar/gkl919. PMC 1802579. PMID 17158511. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=1802579.
  13. Lutz, Carol S. (2008). "Alternative Polyadenylation: A Twist on mRNA 3′ End Formation". ACS Chemical Biology 3 (10): 609–17. DOI:10.1021/cb800138w. PMID 18817380.
  14. 14,0 14,1 Beaudoing, E.; Freier, S; Wyatt, JR; Claverie, JM; Gautheret, D (2000). "Patterns of Variant Polyadenylation Signal Usage in Human Genes". Genome Research 10 (7): 1001–10. DOI:10.1101/gr.10.7.1001. PMC 310884. PMID 10899149. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=310884.
  15. Brown, Kirk M; Gilmartin, Gregory M (2003). "A Mechanism for the Regulation of Pre-mRNA 3′ Processing by Human Cleavage Factor Im". Molecular Cell 12 (6): 1467–76. DOI:10.1016/S1097-2765(03)00453-2. PMID 14690600.
  16. Yang, Q.; Gilmartin, G. M.; Doublie, S. (2010). "Structural basis of UGUA recognition by the Nudix protein CFIm25 and implications for a regulatory role in mRNA 3' processing". Proceedings of the National Academy of Sciences 107 (22): 10062–7. DOI:10.1073/pnas.1000848107.
  17. Yang, Qin; Coseno, Molly; Gilmartin, Gregory M.; Doublié, Sylvie (2011). "Crystal Structure of a Human Cleavage Factor CFIm25/CFIm68/RNA Complex Provides an Insight into Poly(A) Site Recognition and RNA Looping". Structure 19 (3): 368–77. DOI:10.1016/j.str.2010.12.021. PMC 3056899. PMID 21295486. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=3056899.
  18. Venkataraman, K. (2005). "Analysis of a noncanonical poly(A) site reveals a tripartite mechanism for vertebrate poly(A) site recognition". Genes & Development 19 (11): 1315–27. DOI:10.1101/gad.1298605. PMC 1142555. PMID 15937220. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=1142555.
  19. 19,0 19,1 Millevoi, Stefania; Loulergue, Clarisse; Dettwiler, Sabine; Karaa, Sarah Zeïneb; Keller, Walter; Antoniou, Michael; Vagner, StéPhan (2006). "An interaction between U2AF 65 and CF Im links the splicing and 3′ end processing machineries". The EMBO Journal 25 (20): 4854–64. DOI:10.1038/sj.emboj.7601331. PMC 1618107. PMID 17024186. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=1618107.
  20. 20,0 20,1 20,2 Shen, Y.; Ji, G.; Haas, B. J.; Wu, X.; Zheng, J.; Reese, G. J.; Li, Q. Q. (2008). "Genome level analysis of rice mRNA 3'-end processing signals and alternative polyadenylation". Nucleic Acids Research 36 (9): 3150–61. DOI:10.1093/nar/gkn158. PMC 2396415. PMID 18411206. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=2396415.
  21. Glover-Cutter, Kira; Kim, Soojin; Espinosa, Joaquin; Bentley, David L (2007). "RNA polymerase II pauses and associates with pre-mRNA processing factors at both ends of genes". Nature Structural & Molecular Biology 15 (1): 71–8. DOI:10.1038/nsmb1352.
  22. Stumpf, G.; Domdey, H. (1996). "Dependence of Yeast Pre-mRNA 3'-End Processing on CFT1: A Sequence Homolog of the Mammalian AAUAAA Binding Factor". Science 274 (5292): 1517–20. DOI:10.1126/science.274.5292.1517. PMID 8929410.
  23. Iseli, C.; Stevenson, B. J.; De Souza, S. J.; Samaia, H. B.; Camargo, A. A.; Buetow, K. H.; Strausberg, R. L.; Simpson, A. J.G. et al. (2002). "Long-Range Heterogeneity at the 3' Ends of Human mRNAs". Genome Research 12 (7): 1068–74. DOI:10.1101/gr.62002. PMC 186619. PMID 12097343. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=186619.
  24. Balbo, Paul B.; Bohm, Andrew (2007). "Mechanism of Poly(A) Polymerase: Structure of the Enzyme-MgATP-RNA Ternary Complex and Kinetic Analysis". Structure 15 (9): 1117–31. DOI:10.1016/j.str.2007.07.010. PMC 2032019. PMID 17850751. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=2032019.
  25. Viphakone, N.; Voisinet-Hakil, F.; Minvielle-Sebastia, L. (2008). "Molecular dissection of mRNA poly(A) tail length control in yeast". Nucleic Acids Research 36 (7): 2418–33. DOI:10.1093/nar/gkn080. PMC 2367721. PMID 18304944. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=2367721.
  26. Wahle, Elmar (1995). "Poly(A) Tail Length Control Is Caused by Termination of Processive Synthesis". Journal of Biological Chemistry 270 (6): 2800–8. DOI:10.1074/jbc.270.6.2800 (inactivo desde o 2010-03-18). PMID 7852352. http://www.jbc.org/cgi/pmidlookup?view=long&pmid=7852352.
  27. Dichtl, B.; Blank, D; Sadowski, M; Hübner, W; Weiser, S; Keller, W (2002). "Yhh1p/Cft1p directly links poly(A) site recognition and RNA polymerase II transcription termination". The EMBO Journal 21 (15): 4125–35. DOI:10.1093/emboj/cdf390. PMC 126137. PMID 12145212. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=126137.
  28. Nag, Anita; Narsinh, Kazim; Martinson, Harold G (2007). "The poly(A)-dependent transcriptional pause is mediated by CPSF acting on the body of the polymerase". Nature Structural & Molecular Biology 14 (7): 662–9. DOI:10.1038/nsmb1253.
  29. Ayalew Tefferi (August 31, 2002). "Primer on medical genomics part II: Background principles and methods in molecular genetics". Mayo Clinic Proceedings 77 (8): 785. http://www.google.com/#hl=en&sugexp=les%3B&gs_nf=3&gs_mss=(TTATT%20on%20the%20DNA%20template%20and%20AAUAAA%20on%20the%20primary%20transcript)%22&pq=%22%20the%20end%20of%20transcription%20is%20heralded%20when%20rna%20polymerase%20ii%20reaches%20a%20%22termination%20sequence%22%20(ttatt%20on%20the%20dna%20template%20and%20aauaaa%20on%20the%20primary%20transcript)%22&cp=1&gs_id=1x&xhr=t&q=%22(TTATT%20on%20the%20DNA%20template%20and%20AAUAAA%20on%20the%20primary%20transcript)%22&pf=p&sclient=psy-ab&oq=%22(TTATT+on+the+DNA+template+and+AAUAAA+on+the+primary+transcript)%22&gs_l=&pbx=1&fp=1&bpcl=37189454&biw=1920&bih=883&bav=on.2,or.r_gc.r_pw.r_qf.&cad=b. Consultado o November 1, 2012.
  30. Coller, J. M.; Gray, N. K.; Wickens, M. P. (1998). "mRNA stabilization by poly(A) binding protein is independent of poly(A) and requires translation". Genes & Development 12 (20): 3226–35. DOI:10.1101/gad.12.20.3226.
  31. 31,0 31,1 Siddiqui, N.; Mangus, D. A.; Chang, T.-C.; Palermino, J.-M.; Shyu, A.-B.; Gehring, K. (2007). "Poly(A) Nuclease Interacts with the C-terminal Domain of Polyadenylate-binding Protein Domain from Poly(A)-binding Protein". Journal of Biological Chemistry 282 (34): 25067–75. DOI:10.1074/jbc.M701256200. PMID 17595167.
  32. Vinciguerra, Patrizia; Stutz, FrançOise (2004). "mRNA export: an assembly line from genes to nuclear pores". Current Opinion in Cell Biology 16 (3): 285–92. DOI:10.1016/j.ceb.2004.03.013. PMID 15145353.
  33. Gray, N. K.; Coller, JM; Dickson, KS; Wickens, M (2000). "Multiple portions of poly(A)-binding protein stimulate translation in vivo". The EMBO Journal 19 (17): 4723–33. DOI:10.1093/emboj/19.17.4723. PMC 302064. PMID 10970864. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=302064.
  34. Meaux, S.; Van Hoof, A (2006). "Yeast transcripts cleaved by an internal ribozyme provide new insight into the role of the cap and poly(A) tail in translation and mRNA decay". RNA 12 (7): 1323–37. DOI:10.1261/rna.46306. PMC 1484436. PMID 16714281. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=1484436.
  35. 35,0 35,1 Meijer, H. A.; Bushell, M.; Hill, K.; Gant, T. W.; Willis, A. E.; Jones, P.; De Moor, C. H. (2007). "A novel method for poly(A) fractionation reveals a large population of mRNAs with a short poly(A) tail in mammalian cells". Nucleic Acids Research 35 (19): e132–e132. DOI:10.1093/nar/gkm830.
  36. Lehner, B.; Sanderson, CM (2004). "A Protein Interaction Framework for Human mRNA Degradation". Genome Research 14 (7): 1315–23. DOI:10.1101/gr.2122004. PMC 442147. PMID 15231747. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=442147.
  37. Wu, L. (2006). "From the Cover: MicroRNAs direct rapid deadenylation of mRNA". Proceedings of the National Academy of Sciences 103 (11): 4034–9. DOI:10.1073/pnas.0510928103.
  38. Cui, J.; Sackton, K. L.; Horner, V. L.; Kumar, K. E.; Wolfner, M. F. (2008). "Wispy, the Drosophila Homolog of GLD-2, Is Required During Oogenesis and Egg Activation". Genetics 178 (4): 2017–29. DOI:10.1534/genetics.107.084558. PMC 2323793. PMID 18430932. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=2323793.
  39. Wilusz, Carol J.; Wormington, Michael; Peltz, Stuart W. (2001). "The cap-to-tail guide to mRNA turnover". Nature Reviews Molecular Cell Biology 2 (4): 237–46. DOI:10.1038/35067025. PMID 11283721.
  40. Tian, B.; Hu, J; Zhang, H; Lutz, CS (2005). "A large-scale analysis of mRNA polyadenylation of human and mouse genes". Nucleic Acids Research 33 (1): 201–12. DOI:10.1093/nar/gki158. PMC 546146. PMID 15647503. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=546146.
  41. Danckwardt, Sven; Hentze, Matthias W; Kulozik, Andreas E (2008). "3′ end mRNA processing: molecular mechanisms and implications for health and disease". The EMBO Journal 27 (3): 482–98. DOI:10.1038/sj.emboj.7601932. PMC 2241648. PMID 18256699. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=2241648.
  42. Sandberg, R.; Neilson, J. R.; Sarma, A.; Sharp, P. A.; Burge, C. B. (2008). "Proliferating Cells Express mRNAs with Shortened 3' Untranslated Regions and Fewer MicroRNA Target Sites". Science 320 (5883): 1643–7. DOI:10.1126/science.1155390. PMC 2587246. PMID 18566288. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=2587246.
  43. Tili, Esmerina; Michaille, Jean-Jacques; Calin, George Adrian (2008). "Expression and function of micro-RNAs in immune cells during normal or disease state". International Journal of Medical Sciences 5 (2): 73–9. PMC 2288788. PMID 18392144. http://www.medsci.org/v05p0073.htm.
  44. Ghosh, T.; Soni, K.; Scaria, V.; Halimani, M.; Bhattacharjee, C.; Pillai, B. (2008). "MicroRNA-mediated up-regulation of an alternatively polyadenylated variant of the mouse cytoplasmic -actin gene". Nucleic Acids Research 36 (19): 6318–32. DOI:10.1093/nar/gkn624. PMC 2577349. PMID 18835850. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=2577349.
  45. Alt, F; Bothwell, AL; Knapp, M; Siden, E; Mather, E; Koshland, M; Baltimore, D (1980). "Synthesis of secreted and membrane-bound immunoglobulin mu heavy chains is directed by mRNAs that differ at their 3′ ends". Cell 20 (2): 293–301. DOI:10.1016/0092-8674(80)90615-7. PMID 6771018.
  46. Tian, B.; Pan, Z.; Lee, J. Y. (2007). "Widespread mRNA polyadenylation events in introns indicate dynamic interplay between polyadenylation and splicing". Genome Research 17 (2): 156–65. DOI:10.1101/gr.5532707. PMC 1781347. PMID 17210931. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=1781347.
  47. 47,0 47,1 Shell, S. A.; Hesse, C; Morris Jr, SM; Milcarek, C (2005). "Elevated Levels of the 64-kDa Cleavage Stimulatory Factor (CstF-64) in Lipopolysaccharide-stimulated Macrophages Influence Gene Expression and Induce Alternative Poly(A) Site Selection". Journal of Biological Chemistry 280 (48): 39950–61. DOI:10.1074/jbc.M508848200. PMID 16207706.
  48. Danckwardt, Sven; Gantzert, Anne-Susan; Macher-Goeppinger, Stephan; Probst, Hans Christian; Gentzel, Marc; Wilm, Matthias; Gröne, Hermann-Josef; Schirmacher, Peter et al. (2011). "p38 MAPK Controls Prothrombin Expression by Regulated RNA 3′ End Processing". Molecular Cell 41 (3): 298–310. DOI:10.1016/j.molcel.2010.12.032. PMID 21292162.
  49. Licatalosi, Donny D.; Mele, Aldo; Fak, John J.; Ule, Jernej; Kayikci, Melis; Chi, Sung Wook; Clark, Tyson A.; Schweitzer, Anthony C. et al. (2008). "HITS-CLIP yields genome-wide insights into brain alternative RNA processing". Nature 456 (7221): 464–9. DOI:10.1038/nature07488. PMC 2597294. PMID 18978773. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=2597294.
  50. Hall-Pogar, T.; Liang, S.; Hague, L. K.; Lutz, C. S. (2007). "Specific trans-acting proteins interact with auxiliary RNA polyadenylation elements in the COX-2 3'-UTR". RNA 13 (7): 1103–15. DOI:10.1261/rna.577707. PMC 1894925. PMID 17507659. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=1894925.
  51. Danckwardt, Sven; Kaufmann, Isabelle; Gentzel, Marc; Foerstner, Konrad U; Gantzert, Anne-Susan; Gehring, Niels H; Neu-Yilik, Gabriele; Bork, Peer et al. (2007). "Splicing factors stimulate polyadenylation via USEs at non-canonical 3′ end formation signals". The EMBO Journal 26 (11): 2658–69. DOI:10.1038/sj.emboj.7601699. PMC 1888663. PMID 17464285. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=1888663.
  52. Danckwardt, Sven; Gantzert, Anne-Susan; Macher-Goeppinger, Stephan; Probst, Hans Christian; Gentzel, Marc; Wilm, Matthias; Gröne, Hermann-Josef; Schirmacher, Peter et al. (2011). "p38 MAPK Controls Prothrombin Expression by Regulated RNA 3′ End Processing". Molecular Cell 41 (3): 298–310. DOI:10.1016/j.molcel.2010.12.032. PMID 21292162.
  53. Wood, A. J.; Schulz, R.; Woodfine, K.; Koltowska, K.; Beechey, C. V.; Peters, J.; Bourc'his, D.; Oakey, R. J. (2008). "Regulation of alternative polyadenylation by genomic imprinting". Genes & Development 22 (9): 1141–6. DOI:10.1101/gad.473408.
  54. Jung, M.-Y.; Lorenz, L.; Richter, J. D. (2006). "Translational Control by Neuroguidin, a Eukaryotic Initiation Factor 4E and CPEB Binding Protein". Molecular and Cellular Biology 26 (11): 4277–87. DOI:10.1128/MCB.02470-05. PMC 1489097. PMID 16705177. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=1489097.
  55. Sakurai, Takayuki; Sato, Masahiro; Kimura, Minoru (2005). "Diverse patterns of poly(A) tail elongation and shortening of murine maternal mRNAs from fully grown oocyte to 2-cell embryo stages". Biochemical and Biophysical Research Communications 336 (4): 1181–9. DOI:10.1016/j.bbrc.2005.08.250. PMID 16169522.
  56. Taft, R (2008). "Virtues and limitations of the preimplantation mouse embryo as a model system". Theriogenology 69 (1): 10–6. DOI:10.1016/j.theriogenology.2007.09.032. PMC 2239213. PMID 18023855. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=2239213.
  57. Richter, J (2007). "CPEB: a life in translation". Trends in Biochemical Sciences 32 (6): 279–85. DOI:10.1016/j.tibs.2007.04.004. PMID 17481902.
  58. Piqué, Maria; López, José Manuel; Foissac, Sylvain; Guigó, Roderic; Méndez, Raúl (2008). "A Combinatorial Code for CPE-Mediated Translational Control". Cell 132 (3): 434–48. DOI:10.1016/j.cell.2007.12.038. PMID 18267074.
  59. Benoit, P.; Papin, C.; Kwak, J. E.; Wickens, M.; Simonelig, M. (2008). "PAP- and GLD-2-type poly(A) polymerases are required sequentially in cytoplasmic polyadenylation and oogenesis in Drosophila". Development 135 (11): 1969–79. DOI:10.1242/dev.021444. PMID 18434412.
  60. Reinisch, Karin M; Wolin, Sandra L (2007). "Emerging themes in non-coding RNA quality control". Current Opinion in Structural Biology 17 (2): 209–14. DOI:10.1016/j.sbi.2007.03.012. PMID 17395456.
  61. Lacava, John; Houseley, Jonathan; Saveanu, Cosmin; Petfalski, Elisabeth; Thompson, Elizabeth; Jacquier, Alain; Tollervey, David (2005). "RNA Degradation by the Exosome Is Promoted by a Nuclear Polyadenylation Complex". Cell 121 (5): 713–24. DOI:10.1016/j.cell.2005.04.029. PMID 15935758.
  62. 62,0 62,1 Martin, G.; Keller, W. (2007). "RNA-specific ribonucleotidyl transferases". RNA 13 (11): 1834–49. DOI:10.1261/rna.652807. PMC 2040100. PMID 17872511. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=2040100.
  63. Slomovic, S.; Laufer, D; Geiger, D; Schuster, G (2006). "Polyadenylation of ribosomal RNA in human cells". Nucleic Acids Research 34 (10): 2966–75. DOI:10.1093/nar/gkl357. PMC 1474067. PMID 16738135. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=1474067.
  64. Régnier, Philippe; Arraiano, Cecília Maria (2000). "Degradation of mRNA in bacteria: emergence of ubiquitous features". BioEssays 22 (3): 235–44. DOI:10.1002/(SICI)1521-1878(200003)22:3<235::AID-BIES5>3.0.CO;2-2. PMID 10684583.
  65. 65,0 65,1 65,2 Anantharaman, V.; Koonin, EV; Aravind, L (2002). "Comparative genomics and evolution of proteins involved in RNA metabolism". Nucleic Acids Research 30 (7): 1427–64. DOI:10.1093/nar/30.7.1427. PMC 101826. PMID 11917006. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=101826.
  66. 66,0 66,1 Slomovic, Shimyn; Portnoy, Victoria; Liveanu, Varda; Schuster, Gadi (2006). "RNA Polyadenylation in Prokaryotes and Organelles; Different Tails Tell Different Tales". Critical Reviews in Plant Sciences 25: 65–77. DOI:10.1080/07352680500391337.
  67. Chang, S. A.; Cozad, M.; MacKie, G. A.; Jones, G. H. (2007). "Kinetics of Polynucleotide Phosphorylase: Comparison of Enzymes from Streptomyces and Escherichia coli and Effects of Nucleoside Diphosphates". Journal of Bacteriology 190 (1): 98–106. DOI:10.1128/JB.00327-07. PMC 2223728. PMID 17965156. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=2223728.
  68. Nagaike, T; Suzuki, T; Ueda, T (2008). "Polyadenylation in mammalian mitochondria: Insights from recent studies". Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Gene Regulatory Mechanisms 1779 (4): 266–9. DOI:10.1016/j.bbagrm.2008.02.001.
  69. Walter, M.; Kilian, J; Kudla, J (2002). "PNPase activity determines the efficiency of mRNA 3'-end processing, the degradation of tRNA and the extent of polyadenylation in chloroplasts". The EMBO Journal 21 (24): 6905–14. DOI:10.1093/emboj/cdf686. PMC 139106. PMID 12486011. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=139106.
  70. Portnoy, V.; Schuster, G. (2006). "RNA polyadenylation and degradation in different Archaea; roles of the exosome and RNase R". Nucleic Acids Research 34 (20): 5923–31. DOI:10.1093/nar/gkl763. PMC 1635327. PMID 17065466. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=1635327.
  71. Yehudai-Resheff, S. (2003). "Domain Analysis of the Chloroplast Polynucleotide Phosphorylase Reveals Discrete Functions in RNA Degradation, Polyadenylation, and Sequence Homology with Exosome Proteins". The Plant Cell Online 15 (9): 2003–19. DOI:10.1105/tpc.013326.
  72. Sarkar, Nilima (1997). "POLYADENYLATION OFmRNA IN PROKARYOTES". Annual Review of Biochemistry 66: 173–97. DOI:10.1146/annurev.biochem.66.1.173. PMID 9242905.
  73. Slomovic, S; Portnoy, V; Schuster, G (2008). "Chapter 24 Detection and Characterization of Polyadenylated RNA in Eukarya, Bacteria, Archaea, and Organelles". RNA Turnover in Prokaryotes, Archaea and Organelles. Methods in Enzymology. 447. pp. 501–20. DOI:10.1016/S0076-6879(08)02224-6. ISBN 978-0-12-374377-0.
  74. Portnoy, Victoria; Evguenieva-Hackenberg, Elena; Klein, Franziska; Walter, Pamela; Lorentzen, Esben; Klug, Gabriele; Schuster, Gadi (2005). "RNA polyadenylation in Archaea: not observed in Haloferax while the exosome polynucleotidylates RNA in Sulfolobus". EMBO Reports 6 (12): 1188–93. DOI:10.1038/sj.embor.7400571. PMC 1369208. PMID 16282984. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=1369208.
  75. Portnoy, Victoria; Schuster, Gadi (2008). "Mycoplasma gallisepticum as the first analyzed bacterium in which RNA is not polyadenylated". FEMS Microbiology Letters 283 (1): 97–103. DOI:10.1111/j.1574-6968.2008.01157.x. PMID 18399989.
  76. Evguenieva-Hackenberg, Elena; Roppelt, Verena; Finsterseifer, Pamela; Klug, Gabriele (2008). "Rrp4 and Csl4 Are Needed for Efficient Degradation but Not for Polyadenylation of Synthetic and Natural RNA by the Archaeal Exosome†". Biochemistry 47 (50): 13158–68. DOI:10.1021/bi8012214. PMID 19053279.
  77. 77,0 77,1 Slomovic, S; Portnoy, V; Yehudairesheff, S; Bronshtein, E; Schuster, G (2008). "Polynucleotide phosphorylase and the archaeal exosome as poly(A)-polymerases". Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Gene Regulatory Mechanisms 1779 (4): 247–55. DOI:10.1016/j.bbagrm.2007.12.004.
  78. Edmonds, Mary; Abrams, Richard (1960). "Polynucleotide Biosynthesis: Formation of a Sequence of Adenylate Units from Adenosine Triphosphate by an Enzyme from Thymus Nuclei". The Journal of Biological Chemistry 235 (4): 1142–9. PMID 13819354. http://www.jbc.org/cgi/pmidlookup?view=long&pmid=13819354.
  79. Colgan, D. F.; Manley, J. L. (1997). "Mechanism and regulation of mRNA polyadenylation". Genes & Development 11 (21): 2755–66. DOI:10.1101/gad.11.21.2755.
  80. 80,0 80,1 Edmonds, M (2002). "A history of poly A sequences: from formation to factors to function". Progress in Nucleic Acid Research and Molecular Biology Volume 71. Progress in Nucleic Acid Research and Molecular Biology. 71. pp. 285–389. DOI:10.1016/S0079-6603(02)71046-5. ISBN 978-0-12-540071-8.
  81. Edmonds, M. (1971). "Polyadenylic Acid Sequences in the Heterogeneous Nuclear RNA and Rapidly-Labeled Polyribosomal RNA of HeLa cells: Possible Evidence for a Precursor Relationship". Proceedings of the National Academy of Sciences 68 (6): 1336–40. DOI:10.1073/pnas.68.6.1336.

Véxase tamén[editar | editar a fonte]

Outros artigos[editar | editar a fonte]

Outras lecturas[editar | editar a fonte]