DnaG
| ADN primase | |
|---|---|
| Identificadores | |
| Organismo | |
| Símbolo | dnaG |
| Alt. symbols | dnaP |
| Entrez | 947570 |
| PDB | 1D0Q+1DD9+1DDE+1EQ9+2R6A+2R6C |
| RefSeq (Prot) | NP_417538 |
| UniProt | P0ABS5 |
| Outros datos | |
| Número EC | 2.7.7.7 |
| Cromosoma | cromosoma: 3.21 - 3.21 Mb |
A DnaG é unha ADN primase bacteriana codificada polo xene dnaG. O encima DnaG e todas as outras ADN primases, sintetiza curtas febras de oligonucleótidos de ARN durante a replicación do ADN. Estes oligonucleótidos de ARN denomínanse cebadores ou primers porque actúan como punto de partida para a síntese de ADN pola ADN polimerase III bacteriana (Pol III). A DnaG cataliza a síntese de oligonucleótidos que constan de 10 a 60 nucleótidos (a unidade fundamental dos ácidos nucleicos); porén, a maioría dos oligonucleótidos sintetizados son de 11 nucleótidos de longo.[1] A DnaG é importante na replicación do ADN bacteriano porque a ADN polimerase non pode iniciar a síntese dunha febra de ADN, senón que só pode engadir nucleótidos a unha febra preexistente.[2] A DnaG sintetiza un cebador de ARN na orixe de replicación. Este cebador serve para cebar a síntese do ADN da febra guía. Para a outra febra parental do ADN, chamada febra atrasada, a DnaG sintetiza un cebador de ARN cada poucas quilobases (kb). Estes cebadores serven como substratos para a síntese de fragmentos de Okazaki.[3]
En Escherichia coli a DnaG asóciase por medio de interaccións non covalentes coa helicase replicativa bacteriana DnaB para realizar a súa actividade de primase, e tres proteínas de primase DnaG asócianse con cada helicase DnaB para formar o primosoma.[4] As primases tenden a iniciar a síntese en secuencias de tres nucleótidos específicas nos moldes de ADN monocatenario e para a DnaG de E. coli a secuencia é 5'-CTG-3'.[1]
A DnaG contén tres dominios proteicos separados: un dominio de unión ao cinc, un dominio de ARN polimerase e un dominio dun ión á helicase DnaB. Varias especies de bacterias usan a ADN primase DnaG, entre elas Escherichia coli, Bacillus stearothermophilus e Mycobacterium tuberculosis. A DnaG de E. coli ten un peso molecular de 60 quilodaltons (kDa) e contén 581 aminoácidos.
Función[editar | editar a fonte]
A DnaG cataliza a síntese de oligonucleótidos en cinco pasos: unión ao molde, unión de nucleósido trifosfato (NTP), iniciación, extensión para formar un cebador, e transferencia do cebador á ADN polimerase III.[1] A DnaG realiza esta catálise preto da forquita de replicación que foma a helicase DnaB durante a replicación do ADN. A DnaG debe formar un complexo con DnaB para catlizar a formación dos cebadores oligonucleótidos.[1]
O mecanismo para a síntese do cebador polas primases implica dous sitios de unión a NTP na proteína primase (DnaG).[5] Antes da unión dun NTP para formar o cebador de ARN, a secuencia molde de ADN monocatenario únese á DnaG. O ADN monocatenario contén unha secuencia de recoñecemento de tres nucleótidos que recruta os NTPs segundo o apareamento de bases de Watson e Crick.[1] Despois de unirse ao ADN, a DnaG debe unirse a dous NTPs para xerar un complexo cuaternario encima-ADN-NTP-NTP. A constante de Michaelis (km) para os NTPs varía dependendo da primase e dos moldes.[6] Os dous sitios de unión de NTP na DnaG denomínanse sitio de iniciación e sitio de elongación. O sitio de iniciación é o sitio no que se une o NTP que se incorpora ao extremo 5' do cebador. No sitio de elongación únese o NTP que se engade ao extremo 3' do cebador.
Unha vez que se uniron os dous nicleótidos á primase, a DnaG cataliza a formación dun dinucleótido formando un enlace fosfodiéster por síntese de deshidratación entre o hidroxilo 3' do nucleótido do sitio de iniciación e o fosfato α do nucleótido do sitio de elongación. Esta reacción ten como resultado a formación dun dinucleótido e a rotura do enlace entre os fósforos α e β, liberándose pirofosfato. Esta reacción é irreversible porque o pirofosfato que se forma é hidrolizado dando dúas moléculas de fosfato inogánico pola acción do encima pirofosfatase inorgánica.[7] Esta reacción de síntese do dinucleótido é a mesma reacción que usan outros encimas que catalizan a formación do ADN e ARN (ADN polimerase, ARN polimerase); polo tanto, a DnaG debe sempre sintetizar oligonucleótidos en dirección 5'-3'. En E. coli os cebadores empezan cun dinucleósido trifosfato de adenina-guanina (pppAG) no extremo 5'.
Para que se produza unha maior elongación do dinucleótido, o oligonucleótido debe moverse para que o NTP 3' se transfira desde o sitio de elongación ao sitio de iniciación, o que permite que se una outro NTP so sitio de elongación e se enlace ao hidroxilo 3' do oligonucleótido. Unha vez que se sintetizou un oligonucleótido de lonxitude apropiada desde o paso de elongación da síntese de cebador, a DnaG transfire o cebador acabado de sintetizar á ADN polimerase III para que sintetice a febra guía do ADN ou fragmentos de Okazaki para a febra atrasada.[1] O paso limitante da síntese do cebador ocorre despois da unión do NTP pero antes ou durante a síntese do dinucleótido.[6]
Estrutura[editar | editar a fonte]
A primase DnaG de E. coli é unha proteína monómera de 581 residuos de aminoácidos con tres dominios funcionais, segundo estudos de proteólise. Hai un dominio de unión ao Zn N-terminal (residuos 1–110) no que o ión cinc ten coordinación tetraédrica entre unha histidina e tres residuos de cisteína, o que xoga un papel no recoñecemento de secuencias específicas de sitios de unión ao ADN. O dominio central (residuos 111–433) presenta actividade de ARN polimerase, e é o sitio da síntese do cebador de ARN. O dominio C-terminal (residuos 434–581) é responsable da unión non covalente da DnaG á proteína helicase DnaB.[8]
Dominio de unión ao cinc[editar | editar a fonte]
O dominio de unión ao cinc é o responsable do recoñecemento dos sitios de unión ao ADN específicos de secuencia e está conservado en todas as ADN primases de bacteriófagos e outros virus, e nas de procariotas e eucariotas.[9] O cominio de unión ao cinc da primase forma parte da subfamilia de dominios de dedos de cinc coñecidos como fita de cinc. Os dominio de dedo de cinc caracterízanse por ter dous bucles en forquita β. Os dominios de fita de cinc pensábase que carecían de hélices α, o que os distinguía doutros dominios de dedo de cinc. Porén, no ano 2000 conseguiuse cristalizar o dominio de dedo de cinc da DnaG de Bacillus stearothermophilus revelando que o dominio consistía en cinco follas β antiparalelas respecto a catro hélices α e unha hélice 310 no extremo C-terminal do dominio.[9]
O sitio de unión ao cinc de B. stearothermophilus consta de tres residuos de cisteína, Cys40, Cys61 e Cys64 e un resiudo de histidina, His43. A Cys40 e a His43 están localizadas na forquita β entre a segunda e a terceira folla β.[9] A Cys61 está localizada na quinta folla β, e a Cys64 na forquita β entre a cuarta e a quinta folla β. Esres catro residuos teñen coordinación tetraédrica co ión cinc. O ión Zn2+ crese que estabiliza os bucles entre a segunda e a terceira folla β así como a cuarta e a quinta folla β. O dominio está ademais estabilizado por varias interaccións hidrofóbicas entre a superficie interna hidrófoba da folla β que está empaquetada contra a segunda e terceira hélice α. A superficie exterfna da folla β tamén ten moitos residuos hidrófobos e básicos conservados. Estes residuos son: Lys30, Arg34, Lys46, Pro48, Lys56, Ile58, His60 e Phe62.[9]
Unión ao ADN[editar | editar a fonte]
Pénsase que a función do dominio de unión ao cinc é o recoñecemento do ADN específico de secuencia. As ADN primases fabrican cebadores de ARN que se usarán para a síntese de ADN. A situación dos cebadores de ARN non é ao chou, o que suxire que están situados en secuencias de ADN específicas. De feito, outras ADN primases recoñecen secuencias triplete; a secuencia específica recoñecida por B. stearothermophilus aínda non se identificou.[9] Atopouse que se os residuos de cisteína que coordinan o ión cinc mutan, a ADN primase deixa de funcionar. Isto indica que o dominio de unión ao cinc xoga un papel no recoñecemento de secuencia. Ademais, a superficie hidrófoba da folla β, xunto cos residuos básicos que están agrupados principalmente nun bordo da folla, serven para atraer o ADN monocatenario, o que facilita a unión ao ADN.[9]
Baseándose en estudos previos da unión ao ADN de ADN primases, pénsase que o ADN únese ao dominio de dedo de cinc pola superficie da folla β, e os tres nucleótidos únense polas tres febras da folla β.[9] Os residuos cargados positivamente da folla poderían formar contactos cos fosfatos, e os residuos aromáticos formarían interaccións de empillamento coas bases. Este é o modelo de unión ao ADN do dominio de unión ao ADN monocatenario da proteína da replicación A (RPA).[9] É lóxico asumir que o dominio de unión ao cinc de B. stearothermophilus se une ao ADN de xeito similar, xa que os residuos importantes para unión ao ADN da RPA aparecen en posicións equivalentes estruturalmente en B. stearothermophilus.[9]
Dominio de ARN polimerase[editar | editar a fonte]
Como suxire o seu nome, o dominio de ARN polimerase da DnaG é responsable da sintetizar os cebadores de ARN sobre o ADN monocatenario. In vitro a DnaG pode sintetizar fragmentos de cebadores de ata 60 nucleótidos de lonxitude, pero os fragmentos de cebadores in vivo están limitados a aproximadamente 11 nucleótidos.[10] Durante a síntese da febra atrasada a DnaG sintetiza entre 2000 e 3000 cebadores a unha velocidade dun cebador por segundo.[10]
O dominio de ARN polimerase da DnaG ten tres subdominios, o subdominio N-terminal, que ten un pregamento mixto α e β, o subdominio central, que consta dunha folla β de 5 febras e 6 hélices α, e o subdominio C-terminal, que está constituído por un feixe de hélices que comprende 3 hélices α antiparalelas. O dominio central está feito en parte do pregamento toprim, un pregamento que foi observado en moitas proteínas fosfotransferases que se unen a metais. O subdominio central e o N-terminal forman unha fenda pouco profunda, que constitúe o sitio activo da elongación da cadea de ARN na DnaG.[10] A apertura da fenda está tapizada por varios residuos básicos moi conservados: Arg146, Arg221 e Lys229. Estes residuos forman parte da crista electrostaticamente positiva do subdominio N-terminal. Esta crista é a que interacciona co ADN monocatenario e axuda a guialo á fenda, a cal consta dun centro para a unión do metal do motivo toprim no subdominio central, e os motivos de primase conservados do subdominio N-terminal.[10] O sitio de unión ao metal do motivo toprim é onde se sintetiza o cebador. O dúplex ARN:ADN sae despois por outra depresión básica.
Dominio C-terminal[editar | editar a fonte]
A diferenza dos dominios de unión ao cinc e os dominios de ARN polimerase, os dominos C-terminais das ADN primases non están conservados. En primases de procariotas a única función coñecida deste dominio é interaccionar coa helicase, DnaB.[1] Así, este dominio denomínase dominio de unión á helicase (HBD). O HBD da DnaG consta de dous subdominios: un feixe de hélices (subdominio C1) e unha forquita helicoidal (subdominio C2).[4][11] En cada unha das tres moléculas de DnaG que se une ao hexámero DnaB, os subdominios C1 dos HBDs interaccionan coa DnaB nos seus dominios N-terminais sobre a superficie interna do anel hexámero, mentres que os subdominios C2 interaccionan cos dominios N-terminais sobre a superficie externa do hexámero.
Identificáronse tres residuos da DnaB de B. stearothermophilus importantes para a formación da interface DnaB-DnaG. Estes residuos son Tyr88, Ile119 e Ile125.[4] A Tyr88 está en estreita proximidade co HDB da DnaG, pero non fai contacto con el. Unha mutación na Tyr88 inhibe a formación do dominio de feixe de hélices N-terminal da DnaB, interrompendo os contactos co HBD da DnaG.[4] A estrutura hexámera da DnaB é realmente un trímero de dímeros. Tanto a Ile119 coma a Ile125 están enterradas na interface dímera do dominio N-terminal da DnaB e a mutación destes residuos inhibe a formación da estrutura hexámera e, dese modo, a interacción coa DnaG.[4] Outro residuo que se identificou que xoga un papel esencial na interacción de DnaB e DnaG é Glu15. A mutación de Glu15 non altera a formación do complexo DnaB-DnaG, senón que xoga un papel na modulación da lonxitude dos cebadores sintetizaos pola DnaG.[4]
Inhibición da DnaG[editar | editar a fonte]
Os inhibidores das ADN primases son compostos valiosos para a dilucidación de rutas bioquímicas e interaccións clave, pero son tamén interesantes como compostos que sirvan de base para deseñar fármacos contra doenzas de orixe bacteriana. A maioría dos compostos coñecidos que inhiben as primases son análogos de nucleótidos como AraATP (ver Vidarabine) e 2-fluoro-AraATP. Estes compostos adoitan usarse como substratos para a pimase, pero unha vez incorporados a síntese ou elongación xa non se pode producir. Por exemplo, a DnaG de E. coli usa 2',3'-didesoxinucleósidos 5'-trifosfato (ddNTPs) como substratos, os cales actúan como terminadores debido á falta dun hidroxilo 3' para formar un enlace fosfodiéster co seguinte nucleótido.[1]
O número relativamente pequeno de inhibidores da primase probablemente reflicte a dificultade inherente de facer ensaios con primases e non a falta de sitios de unión posibles no encima. A lonxitude curta dos produtos sintetizados e a velocidade xeralmente lenta do encima comparado con outros encimas de replicación fan que desenvolver estratexias de cribado de alto rendemento (HTS) sexa máis difícil.[6] Malia as dificultades, coñécense varios inhibidores da DnaG que non son análogos de NTP. A doxorrubicina e a suramina son inhibidores competitivos da DnaG de Mycobacterium tuberculosis.[12] A suramina tamén inhibe a ADN primase eucariota ao competir co GTP, así que é probable que a suramina inhiba a DnaG por medio dun mecanismo similar.[1]
Notas[editar | editar a fonte]
- ↑ 1,0 1,1 1,2 1,3 1,4 1,5 1,6 1,7 1,8 Frick DN, Richardson CC (2001). "DNA primase". Annual Review of Biochemistry 70: 39–80. PMID 11395402. doi:10.1146/annurev.biochem.70.1.39.
- ↑ Russell P (2009). iGenetics: A Molecular Approach (3ª ed.). Benjamin Cummings. pp. 42–43. ISBN 978-0321772886.
- ↑ Nelson D, Cox M (2008). Lehninger Principles of Biochemistry (5ª ed.). Nova York: W.H. Freeman and Company. pp. 986–989. ISBN 978-0716771081.
- ↑ 4,0 4,1 4,2 4,3 4,4 4,5 Bailey S, Eliason WK, Steitz TA (19 de outubro de 2007). "Structure of Hexameric DnaB Helicase and Its complex with a Domain of DnaG Primase". Science 318 (5849): 459–63. Bibcode:2007Sci...318..459B. PMID 17947583. doi:10.1126/science.1147353.
- ↑ Frick DN, Kumar S, Richardson CC (10 de decembro de 1999). "Interaction of ribonucleoside triphosphates with the gene 4 primase of bacteriphage T7". Journal of Biological Chemistry 274 (50): 35899–907. PMID 10585475. doi:10.1074/jbc.274.50.35899.
- ↑ 6,0 6,1 6,2 Kuchta RD, Stengel G (maio de 2010). "Mechanism and evolution of DNA primases". Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Proteins and Proteomics 1804 (5): 1180–9. PMC 2846230. PMID 19540940. doi:10.1016/j.bbapap.2009.06.011.
- ↑ Bruice PY (2007). Organic Chemistry (5ª ed.). Pearson Education, Inc. pp. 1202–1203. ISBN 978-0-13-199631-1.
- ↑ Voet, Donald (2010). Biochemistry (4ª ed.). New York: J. Wiley & Sons. p. 1189. ISBN 978-0-470-57095-1.
- ↑ 9,0 9,1 9,2 9,3 9,4 9,5 9,6 9,7 9,8 Pan H, Wigley DB (15 de marzo de 2000). "Structure of the zinc-binding domain of Bacillus stearothermophilus DNA primase.". Structure 8 (3): 231–9. PMID 10745010. doi:10.1016/S0969-2126(00)00101-5.
- ↑ 10,0 10,1 10,2 10,3 Keck JA, Roche DD, Lynch AS, Berger JM (31 de marzo de 2000). "Structure of the RNA Polymerase Domain of E. coli Primase". Science 287 (5462): 2482–6. Bibcode:2000Sci...287.2482K. PMID 10741967. doi:10.1126/science.287.5462.2482.
- ↑ Oakley AJ, Loscha KV, Schaeffer PM, Liepinsh E, Pintacuda G, Wilce MCJ, Otting G, Dixon NE (15 de xaneiro de 2005). "Crystal and Solution Structures of the Helicase-binding Domain of Escherichia coli Primase". The Journal of Biological Chemistry 280 (12): 11495–11504. PMID 15649896. doi:10.1074/jbc.M412645200.
- ↑ Biswas T, Resto-Roldan E, Sawyer SK, Artsimovitch I, Tsodikov OV (decembro de 2012). "A novel non-radioactive primase-pyrophosphatase activity assay and its application to the discovery of inhibitors of Mycobacterium tuberculosis primase DnaG". Nucleic Acids Research 41 (4): e56. PMC 3575809. PMID 23267008. doi:10.1093/nar/gks1292.
Véxase tamén[editar | editar a fonte]
Ligazóns externas[editar | editar a fonte]
- dnaG protein, E coli Medical Subject Headings (MeSH) na Biblioteca Nacional de Medicina dos EUA.
- DnaG (Primase) Medical Subject Headings (MeSH) na Biblioteca Nacional de Medicina dos EUA.
