Nitroxenase

Na Galipedia, a Wikipedia en galego.
Saltar ata a navegación Saltar á procura
nitroxenase
Nitrogenase.png
Identificadores
Número EC 1.18.6.1
Número CAS 9013-04-1
Bases de datos
IntEnz vista de IntEnz
BRENDA entrada de BRENDA
ExPASy vista de NiceZyme
KEGG entrada de KEGG
MetaCyc vía metabólica
PRIAM perfil
Estruturas PDB RCSB PDB PDBe PDBsum

As nitroxenases ( EC 1.18.6.1, EC 1.19.6.1) son encimas presentes nalgúns microorganismos que fixan o gas nitróxeno atmosférico (N2) orixinando amoníaco (NH3). É a única familia de encimas que pode realizar este proceso. O dinitróxeno (N2) é un gas bastante inerte porque ten un triplo enlace moi forte (N≡N). Para separar un átomo de nitróxeno do outro hai que romper os tres enlaces.

Organismos que posúen nitroxenase[editar | editar a fonte]

As nitroxenases están codificadas polos xenes Nif.

Características[editar | editar a fonte]

Entanto que a formación en equilibrio de amoníaco a partir do hidróxeno e nitróxeno moleculares ten unha entalpía de reacción global negativa (), a barreira de enerxía para a activación é moi alta () se a reacción non está catalizada.[1]

Ademais de axentes redutores, como a ditionita in vitro, ou a ferredoxina ou a flavodoxina in vivo, a redución encimática do dinitróxeno a amoníaco tamén require unha entrada de enerxía, achegada pola hidrólise de ATP, para así superar a barreira de enerxía de activación.

O encima está composto por unha proteína MoFe heterotetramérica que se asocia transitoriamente cunha ferroproteína homodimérica. Os electróns necesarios para a redución de nitróxeno recíbeos a nitroxenase cando se asocia coa ferroproteína homodimérica reducida unida ao nucleótido. O heterocomplexo pasa por ciclos de asociación e disociación para transferir un electrón. O ATP fornece a enerxía para impulsar a transferencia de electróns desde a ferroproteína á proteína de MoFe. O potencial de redución de cada electrón transferido á proteína de MoFe é suficiente para romper un dos enlaces do dinitróxeno, aínda que non se demostrou que abonden exactamente tres ciclos para converter unha molécula de N2 en amoníaco. A nitroxenase finalmente une cada átomo de nitróxeno a tres átomos de hidróxeno para formar amoníaco (NH3), o cal á súa vez se une ao glutamato para formar glutamina. A reacción da nitroxenase produce ademais hidróxeno molecular (H2) como subproduto.

O mecanismo exacto de catálise é descoñecido debido á dificultade de obter nitróxeno unido á nitroxenase cristlizado. Isto débese a que no estado de repouso a proteína de MoFe non se une ao nitróxeno e tamén require polo menos tres transferencias de electróns para realizar a catálise. A nitroxenase pode reducir acetileno, pero é inhibido polo monóxido de carbono, que se une ao encima e dese modo impide a unión do dinitróxeno. O dinitróxeno impide a unión do acetileno, pero o acetileno non inhibe a unión do dinitróxeno e require só un electrón para a redución de etileno.[2]

Todas as nitroxenases teñen un cofactor que contén ferro e xofre, que inclúe un complexo heterometal no sitio activo (por exemplo, FeMoCo). Na maioría dos casos, este complexo heterometal ten un átomo de molibdeno central, aínda que nalgunhas especies en vez de molibdeno teñen vanadio [3] ou ferro.

Debido ás propiedades oxidativas do osíxeno, a maioría das nitroxenases son inhibidas irreversiblemente polo diosíxeno (O2), que oxida degradativamente os cofactores Fe-S. Isto require que existan mecanismos para que os organismos fixadores de nitróxeno protexan a nitroxenase do osíxeno in vivo. Malia este problema, moitos deles utilizan o osíxeno como un aceptor final de electróns na súa respiración. Unha excepción a isto é a nitroxenase de Streptomyces thermoautotrophicus, que non se ve afectada pola presenza de osíxeno.[4] Aínda que a capacidade dalgúns organismos fixadores de nitróxeno como os da familia Azotobacteraceae para empregar unha nitroxenase lábil ao osíxeno en condicións aeróbicas foi atribuído á súa alta taxa metabólica, que permite a redución do osíxeno na membrana plasmática, cuestionouse a efectividade dese mecanismo a concentracións de osíxeno por riba de 70 µM (a concentración ambiente é de 230 µM O2), e tamén durante períodos de limitacións adicionais de nutrientes.[5]

A reacción que realiza este encima é:

Reaccións non específicas[editar | editar a fonte]

Ademais de realizar a reacción N≡N → 2 NH3, a nitroxenase pode tamén catalizar as seguintes reaccións:[6][7]

HC≡CHH2C=CH2
N=N+=O → N2 + H2O
N=N=N → N2 + NH3
C≡N-CH4, NH3, H3C–CH3, H2C=CH2 (CH3NH2)
N≡C–R → RCH3 + NH3
C≡N–R → CH4, H3C–CH3, H2C=CH2, C3H8, C3H6, RNH2
O=C=SCO + H2S [8][9]
O=C=O → CO + H2O [8]
S=C=N → H2S + HCN [9]
O=C=N → H2O + HCN, CO + NH3 [9]

Ademais, o dihidróxeno funciona como un inhibidor competitivo,[10] o monóxido de carbono funciona como un inhibidor non competitivo,[6][7] e o disulfuro de carbono funciona como un inhibidor de equilibrio rápido[8] da nitroxenase.

As nitroxenases de vanadio tamén poden catalizar a conversión de CO en alcanos por medio dunha reacción comparable coa síntese de Fischer-Tropsch.

Semellanzas con outras proteínas[editar | editar a fonte]

A versión independente da luz da protoclorofílida redutase que realiza a conversión da protoclorofílida a clorofila tamén consta de tres subunidades que teñen unha significativa semellanza na secuencia coas tres subunidades da nitroxenase. Esta proteína está presente nas ximnospermas, algas, e bacterias fotosintéticas pero perdeuse nas anxiospermas no decurso da evolución.[11]

Separadamente, dúas das subunidades da nitroxenase (NifD e NifD) teñen homólogos en metanóxenos que non fixan nitróxeno, como Methanocaldococcus jannaschii.[12] Pouco se sabe sobre a función destes xenes nif de "clase IV",[13] aínda que están presentes en moitos metanóxenos. En M. jannaschii interaccionan uns con outros e exprésanse constitutivamente.[12]

Notas[editar | editar a fonte]

  • Zumft WG, Mortenson LE (1975). "The nitrogen-fixing complex of bacteria". Biochim. Biophys. Acta. 416 (1): 1–52. PMID 164247. 
  1. Modak, J. M., 2002, Haber Process for Ammonia Synthesis, Resonance. 7, 69-77.
  2. Seefeldt LC, Dance IG, Dean DR. 2004. Substrate interactions with nitrogenase: Fe versus Mo. Biochemistry. 43(6):1401-9.
  3. Robson, R. L.; Eady, R. R.; Richardson, T. H.; Miller, R. W.; Hawkins, M.; Postgate, J. R., 1986, The alternative nitrogenase of Azotobacter chroococcum is a vanadium enzyme, Nature (London). 322, 388-390.
  4. Ribbe, M.; Gadkari, D.; Meyer, O. (1997). "N2 fixation by Streptomyces thermoautotrophicus involves a molybdenum-dinitrogenase and a manganese-superoxide oxidoreductase that couple N2 reduction to the oxidation of superoxide produced from O2 by a molybdenum-CO dehydrogenase". The Journal of biological chemistry 272 (42): 26627–26633. doi:10.1074/jbc.272.42.26627. PMID 9334244.
  5. Oelze J. 2000. Respiratory protection of nitrogenase in Azotobacter species: Is a widely-held hypothesis unequivocally supported by experimental evidence? FEMS Microbiol Rev. 24(4):321–33.
  6. 6,0 6,1 Rivera-Ortiz, José M., and Burris, Robert H. (1975). "Interactions among substrates and inhibitors of nitrogenase". J Bacteriol 123 (2): 537–545. PMC 235759. PMID 1150625. 
  7. 7,0 7,1 G. N. Schrauzer (2003). "Nonenzymatic Simulation of Nitrogenase Reactions and the Mechanism of Biological Nitrogen Fixation". Angewandte Chemie International Edition in English 14 (8): 514–522. PMID 810048. 
  8. 8,0 8,1 8,2 Lance C. Seefeldt, Madeline E. Rasche, Scott A. Ensign (1995). "Carbonyl sulfide and carbon dioxide as new substrates, and carbon disulfide as a new inhibitor, of nitrogenase". Biochemistry 34 (16): 5382–5389. PMID 7727396. doi:10.1021/bi00016a009. 
  9. 9,0 9,1 9,2 Madeline E. Rasche and Lance C. Seefeldt (1997). "Reduction of Thiocyanate, Cyanate, and Carbon Disulfide by Nitrogenase: Kinetic Characterization and EPR Spectroscopic Analysis". Biochemistry 36 (28): 8574–8585. PMID 9214303. doi:10.1021/bi970217e. 
  10. Joseph H. Guth, Robert H. Burris (1983). "Inhibition of nitrogenase-catalyzed ammonia formation by hydrogen". Biochemistry 22 (22): 5111–5122. PMID 6360203. doi:10.1021/bi00291a010. 
  11. Li, J.; Goldschmidt-Clermont, M.; Timko, M. P. (1993). "Chloroplast-Encoded chlB is Required for Light-Independent Protochlorophyllide Reductase Activity in Chlamydomonas reinhardtii". The Plant Cell Online 5 (12): 1817–1829. doi:10.1105/tpc.5.12.1817. PMC 160407. PMID 8305874. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC160407/.
  12. 12,0 12,1 Staples, C. R.; Lahiri, S.; Raymond, J.; Von Herbulis, L.; Mukhophadhyay, B.; Blankenship, R. E. (2007). "Expression and Association of Group IV Nitrogenase NifD and NifH Homologs in the Non-Nitrogen-Fixing Archaeon Methanocaldococcus jannaschii". Journal of Bacteriology 189 (20): 7392–7398. doi:10.1128/JB.00876-07. PMC 2168459. PMID 17660283. //www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC2168459/.
  13. Raymond, J.; Siefert, J. L.; Staples, C. R.; Blankenship, R. E. (2003). "The Natural History of Nitrogen Fixation". Molecular Biology and Evolution 21 (3): 541–554. doi:10.1093/molbev/msh047. PMID 14694078.

Véxase tamén[editar | editar a fonte]

Outros artigos[editar | editar a fonte]