Luciferase

Na Galipedia, a Wikipedia en galego.
Luciferase
PDB 1nfp EBI.jpg
Estrutura da flavoproteína non fluorescente de Photobacterium leiognathi.[1]
Identificadores
Símbolo Bac_luciferase
Pfam PF00296
InterPro IPR016048
PROSITE PDOC00397
SCOP 1nfp
SUPERFAMILY 1nfp
Firefly Luciferase Crystal Structure.rsh.png
Estrutura da luciferase do vagalume Photinus pyralis.
Luciferase do vagalume
Identificadores
Símbolo  ?
PDB 1LCI Máis estruturas
UniProt P08659
Outros datos
Número EC 1.13.12.7
Luciferase
PDB 1vpr EBI.jpg
Estrutura cristalina dun dominio da luciferase do dinoflaxelado Lingulodinium polyedrum.
Identificadores
Símbolo Luciferase_cat
Pfam PF10285
InterPro IPR018804
Luciferase
Identificadores
Símbolo Luciferase_N
Pfam PF05295
InterPro IPR007959
Luciferase
PDB 1vpr EBI.jpg
Estrutura cristalina dun dominio da luciferase do dinoflaxelado Lingulodinium polyedrum.
Identificadores
Símbolo Luciferase_3H
Pfam PF10284
InterPro IPR018475

A luciferase é o termo xenérico co que se denomina unha clase de encimas oxidativos que os seres vivos utilizan para producir bioluminescencia e que son distintos da fotoproteína. O exemplo de máis sona é a luciferase dos vagalumes (número EC 1.13.12.7). [2] A "luciferase de vagalume" usada como reactivo de laboratorio xeralmente é a luciferase da especie Photinus pyralis, aínda que existen tamén luciferases recombinantes doutras especies de vagalumes dispoñibles comercialmente. O nome deriva do latín lucem ferre, "levar luz", coa terminación ase propia dos encimas.

Reacción química[editar | editar a fonte]

A reacción química catalizada pola luciferase do vagalume ten lugar en dous pasos:

Emítese luz porque a reacción forma oxiluciferina nun estado excitado electrónico. A reacción libera un fotón de luz cando a oxiluciferina volve ao estado fundamental.

O luciferil adenilato pode participar adicionalmente nunha reacción co O2 na que se forma peróxido de hidróxeno e deshidroluciferil-AMP. Aproximadamente o 20% do intermediato luciferil adenilato é oxidado por esta vía. [3]

A reacción catalizada pola luciferase bacteriana é tamén un proceso oxidativo:

Na reacción un flavín mononucleótido reducido oxída un aldehido alifático de cadea longa a un ácido carboxílico alifático. A reacción forma un intermediato hidroxiflavina excitado, que é deshidratado para producir FMN e emitir luz verde-azulada. [4]

Case toda a entrada de enerxía na reacción transfórmase en luz. A reacción ten unha eficiencia entre o 80% [5] e o 90% [6]. Como comparación, unha lámpada de incandescencia corrente só converte un 10% da súa enerxía en luz, [7] e unha lámpada LED de 150 lumen por Watt (lm/W) converte o 20% da enerxía que consome en luz visible. [6]

Mecanismo[editar | editar a fonte]

A luciferase do vagalume xera luz a partir do seu substrato a luciferina nun proceso de múltiples fases. Primeiro, a D-luciferina é adenilada polo MgATP para formar luciferil adenilato e pirofosfato. Despois da activación polo ATP, o luciferil adenilato é oxidado polo oxíxeno molecular para formar un anel de dioxetanona. Unha reacción de descarboxilación orixina un estado excitado da oxiluciferina, que se tautomeriza entre as súas formas ceto e enol. A reacción finalmente emite luz cando a oxiluciferina torna ao seu estado fundamental. [8]

Mecanismo da luciferase.[8]

Estrutura da luciferase[editar | editar a fonte]

A estrutura proteica da luciferase de vagalume consta de dous dominios proteicos compactos: o dominio N-terminal e o C-terminal. O dominio N-terminal está composto de dúas follas β nunha estrutura αβαβα e un barril β. As dúas follas β están unha enriba da outra, e o barril β cobre a parte final das follas. [8]

O dominio C-terminal está conectado co N-terminal por unha zona bisagra flexible, que pode separar os dous dominios. A secuencia de aminoácidos da superficie de ambos os dominios que están un enfronte do outro é unha secuencia conservada nas luciferasas bacteriana e de vagalume, o que indica claramente que o sitio activo está localizado na fenda entre os dous dominios. [9]

Durante a reacción, a luciferase sofre un cambio conformacional e pasa á súa forma "pechada" na que os dous dominios se achegan e encerran entre eles o substrato. Isto asegura que a auga quedará excluída da reacción e non se hidrolizará o ATP ou o produto excitado electronicamente. [9]

Diagrama da estrutura secundaria da luciferase. As frechas representan follas β e os círculos representan hélices α. As localizacións de cada subdominio na secuencia da luciferase móstrase no diagrama do fondo. [9]

Diferenzas espectrais en bioluminescencia[editar | editar a fonte]

A cor da bioluminescencia da luciferase pode variar entre o amarelo verdoso (λmax = 550 nm) ao vermello (λmax = 620). [10] Describíronse varios mecanismos que poden explicar como a estrutura da luciferase afecta ao espectro de emisión do fotón e á cor da luz emitida.

Un mecanismo proposto supón que a cor da luz emitida depende de se o produto está en forma ceto ou enol. O mecanismo suxire que a luz vermella a emite a forma ceto da oxiluciferina, e que a luz verdosa a emite a súa forma enol. [11][12] Porén, a 5,5-dimetiloxiluciferina emite luz verde mesmo cando está restrinxida á forma ceto porque non pode tautomerizarse. [13]

Outro mecanismo propón que a torsión do ángulo entre os aneis de benzotiazol e tiazol na oxiluciferina determina a cor da bioluminescencia. Esta explicación propón que unha forma planar cun ángulo de 0° entre os dous aneis corresponde a un estado de maior enerxía e emite unha luz verde de maior enerxía; pero cun ángulo de 90° a estrutura está nun estado de menor enerxía e emite unha luz vermella de menor enerxía. [14]

A explicación máis recente da cor de bioluminescencia examina o microambiente da oxiluciferina excitada. Os estudos realizados suxiren que as interaccións entre o produto no estado excitado e os residuos de aminoácidos das proximidades poden forzar á oxiluciferina a pasar a unha forma de maior enerxía, o que dá lugar á emisión de luz verde. Por exemplo, a Arg 218 establece interaccións electrostáticas con outros residuos próximos, impedindo a tautomerización á forma enol. [15] Igualmente, outros resultados indicaron que o microambiente da luciferase pode forzar á oxiluciferina a unha estrutura máis ríxida de alta enerxía, forzándoa a emitir unha luz verde de alta enerxía. [16]

Bifuncionalidade da luciferase[editar | editar a fonte]

A luciferase pode funcionar por dúas rutas diferentes: a vía bioluminescente e vía do CoA-ligase. [17] En ambas as dúas, a luciferase cataliza inicialmente unha reacción de adenilación con MgATP. Porén, na vía da CoA-ligase, o CoA pode desprazar o AMP para formar luciferil-CoA.

Dun modo similar a acilo graxo-CoA sintetase activa os ácidos graxos con ATP, o que vai seguido do desprazamento do AMP por CoA. Debido a estas actividades similares, a luciferase pode substituír á acilo graxo-CoA sintetase e converter ácidos graxos de cadea longa en acilos graxos-CoA por beta oxidación.[17]

A luciferase ten dous modos de actividade encimática: actividade bioluminescente e actividade de CoA sintetase.[18]

Regulación[editar | editar a fonte]

A D-luciferina é o substrato da reacción de bioluminescencia da luciferase, entanto que a L-luciferina é o substrato para a actividade de luciferil-CoA sintetase. Ambas as reaccións son inhibidas polo enantiómero do substrato: a L-luciferina inhibe a vía da bioluminescencia e a D-luciferina inhibe a vía da CoA-ligase. [18] Isto mostra que a luciferase pode diferenciar perfectamente entre os dous isómeros D e L da luciferina.

A L-luciferina pode emitir unha luz feble mesmo se é un inhibidor competitivo da D-luciferina e da vía da bioluminescencia. [19] A luz emítese porque a vía da CoA sintase pode ser convertida á reacción bioluminescente ao hidrolizar por medio dunha esterase o produto final de novo a D-luciferina. [20]

A actividade de luciferase é inhibida adicionalmente pola oxiluciferina [21] e é activada alostericamente polo ATP. Cando o ATP se une aos dous sitios alostéricos do encima, increméntase a afinidade da luciferase para unirse ao ATP no seu sitio activo. [10]

Exemplos[editar | editar a fonte]

Varios organismos regulan a súa produción de luz utilizando diferentes luciferases en diversas reaccións emisoras de luz. A de maior sona é a dos vagalumes, [8] aínda que o encima existe en organismos tan diferentes como o cogomelo Omphalotus olearius e en moitas criaturas mariñas. Nos vagalumes requírese oxíxeno, que é subministrado por un tubo do abdome do aminal chamado traquea abdominal. As luciferases dos vagalumes (dos cales hai unhas 2000 especies) e dos insectos Elateroidea en xeral son o suficientemente diversas como para que sexan útiles en estudos de filoxenia molecular. A máis intensamente estudada é a luciferase do vagalume norteamericano Photinus pyralis, que funciona optimamente a un pH de 7,8. [22]

Tamén foi ben estudada a luciferase do cnidario Renilla reniformis. Neste organismo a luciferase (luciferina de Renilla 2-monooxixenase) está intimamente asociada coa proteína de unión á luciferina e cunha proteína fluorescente verde (GFP). O calcio desencadea a liberación da luciferina destes animais (coelenterazina) que estaba unida á proteína de unión á luciferina. O substrato queda despois dispoñible para a oxidación pola luciferase, onde será degradada a coelenteramida dando como resultado a liberación de enerxía. En ausencia de GFP, esta enerxía sería liberada como fotóns de luz azul (cun pico de emisión a unha lonxitude de onda de 482 nm). Porén, en vez diso, debido á GFP intimamente asociada, a emisión de enerxía pola luciferase combínase por medio de transferencia de enerxía de resonancia co fluoróforo da GFP, e é despois liberada como un fotón de luz verde (cun pico de emisión de 510 nm). A reacción catalizada é: [23]

Foron identificadas recentemente novas luciferases que, a diferenza das de Renilla e do vagalume, son moléculas que se segregan fóra da célula de forma natural. Un deses exemplos é a luciferase de Metridia (MetLuc) que deriva do copépodo mariño Metridia longa. Este copépodo segrega unha luciferase codificada xeneticamente que é unha proteína de 24 kDa que contén un péptido sinal secretor N-terminal de 17 residuos de aminoácidos. Algúns dos beneficios de utilizar en diversos tipos de estudos unha molécula como a MetLuc son o seu protocolo que non prescisa a lise das células, que permite levar a cabo ensaios con células vivas e ensaios múltiples na mesma célula. [24]

Luciferase de dinoflaxelados[editar | editar a fonte]

A luciferase de dinoflaxelados é unha proteína multidominio, que consta dun dominio N-terminal, e tres dominios catalíticos, cada un dos cales está precedido dun dominio en feixe helicoidal. A estrutura do dominio catalítico da luciferase de dinoflaxelados xa foi resolto. [25] A parte central do dominio é un barril beta de 10 cadeas que é estruturalmente similar ás lipocalinas e á FABP. [25] O dominio N-terminal está conservado entre a luciferase dos dinoflaxelados e as proteínas de unión á luciferina (LBPs). Suxeriuse que esta rexión pode mediar unha interacción entre a LBP e a luciferase ou a súa asociación coa membrana vacuolar. [26] O dominio en feixe helicoidal ten unha estrutura con tres feixes helicoidais que leva catro importantes residuos de histidina que se cre xogan un papel na regulación por pH do encima. [25]

Aplicacións[editar | editar a fonte]

A luciferase pode producirse no laboratorio por técnicas de enxeñaría xenética para diversos propósitos. Os xenes das luciferases poden ser sintetizados e inseridos en organismos ou transfectados en células. O rato, o verme da seda, e as patacas son só algúns dos organismos que foron xa tratados con enxeñaría xenética para producir esta proteína. [27]

Na reacción da luciferase, emítese luz cando a luciferase actúa sobre o substrato luciferina apropiado. A emisión de fotóns pode detectarse por aparellos sensibles á luz como un luminómetro ou microscopios ópticos modificados. Isto permite a observación de procesos biolóxicos. [28]

En investigacións biolóxicas, a luciferase úsase frecuentemente como un reporter en ensaios da actividade transcricional en células que foron transfectadas cun material xenético preparado que contiña o xene da luciferase baixo o control dunha secuencia dun promotor xénico de interese. [29] Ademais, moléculas proluminescentes que son convertidas en luciferina coa actividade dun determinada encima poden urilizarse para detectar a actividade encimática en ensaios combinados ou de dous pasos da luciferase. Ditos substratos foron usados para detectar a actividade da caspase e o citocromo P450, entre outros. [28][29]

A luciferase pode tamén utilizarse para detectar o nivel de ATP celular en ensaios de viabilidade celular ou en ensaios de actividade de quinases. [29][30] A luciferase pode actuar como unha proteína sensora do ATP por medio da biotinilación. A biotinilación inmobiliza a luciferase na superficie celular ao unila a un complexo streptavidina-biotina. Isto permite que a luciferase detecte o fluxo de ATP das células e indicará efectivamente a liberación en tempo real de ATP por medio da produción de bioluminescencia. [31] A luciferase pode ademais facerse máis sensible para a detección do ATP incrementando a intensidada da súa bioluminescencia por medio de modificacións xenéticas. [32]

A técnica de obtención de imaxes do animal completo (tanto in vivo coma, menos frecuentemente, ex vivo) é unha potente técnica para estudar poboacións celulares nos animais vivos, como nos ratos. [33] Poden prepararse por enxeñaría xenética diferentes tipos de células (por exemplo, células nais ou troncais da medula ósea ou células T) para que expresen unha luciferase, o que permitirá a súa visualización non invasiva no interior do animal vivo usando unha cámara CCD (charge-couple device). Esta técnica foi utilizada para seguir a evolución da tumoroxénese e a resposta dos tumores ao tratamento en modelos animais. [34][35] Porén, diversos factores ambientais e interferencias terapéuticas poden causar algunhas discrepancias entre a carga tumoral e a intensidade da bioluminescencia producida en relación cos cambios na actividade proliferativa. A intensidade do sinal medido por esta técnica in vivo pode depender de varios factores, como a absorción de D-luciferina a través do peritoneo, fluxo sanguíneo, permeabilidade da membrana celular, dispoñibilidade de cofactores, pH intracelular e transparencia do tecido supraxacente, ademais de da cantidade de luciferase. [36]

A luciferase pode utilizarse nos bancos de sangue para determinar se os glóbulos vermellos están empezando a descompoñerse. A luciferase é unha proteína sensible á calor que se usa en estudos sobre a desnaturalización de proteínas, comprobando as capacidades protectoras das proteínas de shock térmico. Os usos da polimerase continúan ampliándose cada ano. [37]

Notas[editar | editar a fonte]

  1. Moore SA, James MN (May 1995). "Structural refinement of the non-fluorescent flavoprotein from Photobacterium leiognathi at 1.60 A resolution". J. Mol. Biol. 249 (1): 195–214. DOI:10.1006/jmbi.1995.0289. PMID 7776372.
  2. Gould SJ, Subramani S (November 1988). "Firefly luciferase as a tool in molecular and cell biology". Anal. Biochem. 175 (1): 5–13. DOI:10.1016/0003-2697(88)90353-3. PMID 3072883.
  3. Fraga H, Fernandes D, Novotny J, Fontes R, Esteves da Silva JC (June 2006). "Firefly luciferase produces hydrogen peroxide as a coproduct in dehydroluciferyl adenylate formation". Chembiochem 7 (6): 929–35. DOI:10.1002/cbic.200500443. PMID 16642538.
  4. Fisher AJ, Thompson TB, Thoden JB, Baldwin TO, Rayment I (September 1996). "The 1.5-A resolution crystal structure of bacterial luciferase in low salt conditions". J. Biol. Chem. 271 (36): 21956–68. PMID 8703001.
  5. Elizabeth Wilson (Jan 18, 1999). "What's That Stuff?". Chemical and Engineering News 77 (3): 65. http://pubs.acs.org/cen/whatstuff/stuff/7703scit4.html.
  6. 6,0 6,1 Vanessa Knivett (2009). "Lighting the way". EE times. http://www.eetimes.com/electronics-blogs/planet-analog-designline-blog/4035489/Lighting-the-way.
  7. General Electric TP-110, page 23, table.
  8. 8,0 8,1 8,2 8,3 Baldwin TO (March 1996). "Firefly luciferase: the structure is known, but the mystery remains". Structure 4 (3): 223–8. DOI:10.1016/S0969-2126(96)00026-3. PMID 8805542.
  9. 9,0 9,1 9,2 Conti E, Franks NP, Brick P (March 1996). "Crystal structure of firefly luciferase throws light on a superfamily of adenylate-forming enzymes". Structure 4 (3): 287–98. DOI:10.1016/S0969-2126(96)00033-0. PMID 8805533.
  10. 10,0 10,1 Ugarova NN (July 1989). "Luciferase of Luciola mingrelica fireflies. Kinetics and regulation mechanism". J. Biolumin. Chemilumin. 4 (1): 406–18. DOI:10.1002/bio.1170040155. PMID 2801227.
  11. White EH, Rapaport E, Hopkins TA, Seliger HH (April 1969). "Chemi- and bioluminescence of firefly luciferin". J. Am. Chem. Soc. 91 (8): 2178–80. PMID 5784183.
  12. Fraga H (February 2008). "Firefly luminescence: a historical perspective and recent developments". Photochem. Photobiol. Sci. 7 (2): 146–58. DOI:10.1039/b719181b. PMID 18264582.
  13. Branchini BR, Southworth TL, Murtiashaw MH, et al. (June 2004). "An alternative mechanism of bioluminescence color determination in firefly luciferase". Biochemistry 43 (23): 7255–62. DOI:10.1021/bi036175d. PMID 15182171.
  14. McCapra F,Gilfoyle DJ, Young DW, et al. (1994). Bioluminescence and Chemiluminescence: Fundamentals and Applied.
  15. Nakatani N, Hasegawa JY, Nakatsuji H (July 2007). "Red light in chemiluminescence and yellow-green light in bioluminescence: color-tuning mechanism of firefly, Photinus pyralis, studied by the symmetry-adapted cluster-configuration interaction method". J. Am. Chem. Soc. 129 (28): 8756–65. DOI:10.1021/ja0611691. PMID 17585760.
  16. Nakamura M, Niwa K, Maki S, et al. (December 2006). "Construction of a new firefly bioluminescence system using L-luciferin as substrate". Anal. Biochem. 47 (1): 1197–1200. DOI:10.1016/j.tetlet.2005.12.033.
  17. 17,0 17,1 Oba Y, Ojika M, Inouye S (April 2003). "Firefly luciferase is a bifunctional enzyme: ATP-dependent monooxygenase and a long chain fatty acyl-CoA synthetase". FEBS Lett. 540 (1-3): 251–4. DOI:10.1016/S0014-5793(03)00272-2. PMID 12681517.
  18. 18,0 18,1 Nakamura M, Maki S, Amano Y, Ohkita Y, Niwa K, Hirano T, Ohmiya Y, Niwa H (June 2005). "Firefly luciferase exhibits bimodal action depending on the luciferin chirality". Biochem. Biophys. Res. Commun. 331 (2): 471–5. DOI:10.1016/j.bbrc.2005.03.202. PMID 15850783.
  19. Lembert N (July 1996). "Firefly luciferase can use L-luciferin to produce light". Biochem. J. 317 (1): 273–7. PMC 1217473. PMID 8694774. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=1217473.
  20. Nakamura M, Maki S, Amano Y, et al. (June 2005). "Firefly luciferase exhibits bimodal action depending on the luciferin chirality". Biochem. Biophys. Res. Commun. 331 (2): 471–5. DOI:10.1016/j.bbrc.2005.03.202. PMID 15850783.
  21. Ribeiro C, Esteves da Silva JC (September 2008). "Kinetics of inhibition of firefly luciferase by oxyluciferin and dehydroluciferyl-adenylate". Photochem. Photobiol. Sci. 7 (9): 1085–90. DOI:10.1039/b809935a. PMID 18754056.
  22. Steghens JP, Min KL, Bernengo JC (November 1998). "Firefly luciferase has two nucleotide binding sites: effect of nucleoside monophosphate and CoA on the light-emission spectra". Biochem. J. 336 (1): 109–13. PMC 1219848. PMID 9806891. http://www.biochemj.org/bj/336/0109/bj3360109.htm.
  23. Shimomura O (1985). "Bioluminescence in the sea: photoprotein systems". Symp. Soc. Exp. Biol. 39: 351–72. PMID 2871634.
  24. Baldwin TO; Lee, Jongsung; Jung, Eunsun; Kim, Sang-Cheol; Kang, Jung-Il; Lee, Jienny; Kim, Yong-Woo; Sung, Young Kwan et al. (June 2009). "A cell-based system for screening hair growth-promoting agents.". Archives of Dermatological Research 301 (3): 381–385. DOI:10.1007/s00403-009-0931-0. PMID 19277688.
  25. 25,0 25,1 25,2 Schultz LW, Liu L, Cegielski M, Hastings JW (February 2005). "Crystal structure of a pH-regulated luciferase catalyzing the bioluminescent oxidation of an open tetrapyrrole". Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 102 (5): 1378–83. DOI:10.1073/pnas.0409335102. PMC 547824. PMID 15665092. //www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?tool=pmcentrez&artid=547824.
  26. Okamoto OK, Liu L, Robertson DL, Hastings JW (December 2001). "Members of a dinoflagellate luciferase gene family differ in synonymous substitution rates". Biochemistry 40 (51): 15862–8. DOI:10.1021/bi011651q. PMID 11747464.
  27. Contag CH, Bachmann MH (2002). "Advances in in vivo bioluminescence imaging of gene expression". Annu Rev Biomed Eng 4: 235–60. DOI:10.1146/annurev.bioeng.4.111901.093336. PMID 12117758.
  28. 28,0 28,1 "Introduction to Bioluminescence Assays". Promega Corporation. http://www.promega.com/multimedia/bioLum01.htm. Consultado o 2009-03-07.
  29. 29,0 29,1 29,2 Fan F, Wood KV (February 2007). "Bioluminescent assays for high-throughput screening". Assay Drug Dev Technol 5 (1): 127–36. DOI:10.1089/adt.2006.053. PMID 17355205.
  30. Meisenheimer PL, O’Brien MA, Cali JJ (September 2008). "Luminogenic enzyme substrates: The basis for a new paradigm in assay design.". Promega Notes 100: 22–26. http://www.promega.com/pnotes/100/16620_22/16620_22.pdf.
  31. Nakamura M, Mie M, Funabashi H, Yamamoto K, Ando J, Kobatake E (May 2006). "Cell-surface-localized ATP detection with immobilized firefly luciferase". Anal. Biochem. 352 (1): 61–7. DOI:10.1016/j.ab.2006.02.019. PMID 16564487.
  32. Fujii H, Noda K, Asami Y, Kuroda A, Sakata M, Tokida A (July 2007). "Increase in bioluminescence intensity of firefly luciferase using genetic modification". Anal. Biochem. 366 (2): 131–6. DOI:10.1016/j.ab.2007.04.018. PMID 17540326.
  33. Greer LF, Szalay AA (2002). "Imaging of light emission from the expression of luciferases in living cells and organisms: a review". Luminescence 17 (1): 43–74. DOI:10.1002/bio.676. PMID 11816060.
  34. Lyons SK, Meuwissen R, Krimpenfort P, Berns A (November 2003). "The generation of a conditional reporter that enables bioluminescence imaging of Cre/loxP-dependent tumorigenesis in mice". Cancer Res. 63 (21): 7042–6. PMID 14612492. http://cancerres.aacrjournals.org/cgi/content/abstract/63/21/7042.
  35. Becher OJ, Holland EC (April 2006). "Genetically engineered models have advantages over xenografts for preclinical studies". Cancer Res. 66 (7): 3355–8, discussion 3358–9. DOI:10.1158/0008-5472.CAN-05-3827. PMID 16585152.
  36. Inoue Y., Tojo A., Sekine R., Soda Y., Kobayashi S., Nomura A., Izawa K., Kitamura T., Okubo T. et al. (2006). "In vitro validation of bioluminescent monitoring of disease progression and therapeutic response in leukaemia model animals". European Journal of Nuclear Medicine & Molecular Imaging 33 (5): 557–565. DOI:10.1007/s00259-005-0048-4.
  37. Massoud TF, Paulmurugan R, De A, Ray P, Gambhir SS (February 2007). "Reporter gene imaging of protein-protein interactions in living subjects". Curr. Opin. Biotechnol. 18 (1): 31–7. DOI:10.1016/j.copbio.2007.01.007. PMID 17254764.

Véxase tamén[editar | editar a fonte]

Outros artigos[editar | editar a fonte]

Ligazóns externas[editar | editar a fonte]